常用实验动物及其手术方法

常用实验动物及其手术方法_生理学实验

一、常用实验动物及其手术方法

（一）概述

1．常用实验动物及特性

1）蛙

蛙，属两栖纲动物，是医学实验中常用的实验动物，尤其在生理、药理学实验研究中更为常用。因蛙的离体心脏能较持久地节律性搏动，故常用于研究心脏的生理功能、药物对心脏的作用等；所置备的蛙的腓肠肌和坐骨神经标本可用于观察外周神经的生理功能，药物对周围神经、横纹肌或神经－肌肉接头的作用，蛙的腹直肌还可用于鉴定胆碱能药物；蛙还常被用于脊椎休克、脊椎反射和反射弧的分析实验；其肠系膜上的血管现象和渗出现象，常用于肠系膜血管微循环等实验研究；在临床检验工作中，雄蛙还可用于妊娠的诊断实验。

2）小鼠

小鼠，属哺乳纲，啮齿目，鼠科。小鼠体形较小，性情温顺，易于饲养管理。喜群居在较暗的安静环境中，不耐冷热，不耐饥饿，对环境的适应性差，对外来刺激极为敏感，对多种毒素、病原体和致癌物质具有易感性。

小鼠发育迅速，6～7周龄时已性成熟，性周期4～5d，妊娠期19～21d，每胎产仔8～15只，一年产6～10胎，属于全年多发情性动物，生育期一年，寿命2～3年。小鼠是遗传学背景知识研究最详尽的动物之一，是当今生物医学领域研究用量最大、用途最广、品种最多的哺乳类实验动物。小鼠生长快，饲料消耗少，价格低廉，温顺易捉，操作方便，适应于需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量和药物的效价比较等，还可用于制作各种实验性疾病的病理模型；小鼠对多种病原体有敏感性，尤其是在病毒学研究中应用更广，适用于研究血吸虫、疟疾、锥虫、流行性感冒、脑炎、狂犬病、脊髓灰质炎、淋巴脉络丛脑膜炎、支原体、巴氏杆菌和沙门菌等病原体的致病机制。另外，小鼠在各种药物和疫苗等生物鉴定工作中也很常用。

3）大鼠

大鼠，属哺乳纲，啮齿目，鼠科。大鼠性情较凶猛，易激怒，抓捕时易咬手。大鼠抗病力较强，但对营养物质（如维生素、氨基酸等）的缺乏敏感，可以发生典型症状。大鼠不能呕吐，无胆囊，无汗腺，尾巴为散热器官。大鼠（包括小鼠）心电图中没有ST段，甚至有的导联也不见T波。

大鼠繁殖力强，2个月时已性成熟，性周期4d左右，妊娠期20d，一胎产仔8只左右，为全年多发情性动物，寿命3～4年。大鼠较小鼠体型大，又具有小鼠的其他优点，所以对于需要做大体型的实验，用大鼠比较合适，如离体心脏灌流、直接记录心室内压等。另外，大鼠对许多药物的反应常与人类一致，尤其是对人类致病的病毒、细菌等非常敏感，因此，大鼠广泛应用于高级神经活动、心血管、内分泌、实验性肿瘤及营养等方面的研究。由于大鼠价格较便宜，所以某些实验（如缺氧、失血性休克等）可以用大鼠代替家兔而不会影响实验结果，但实验技术的操作难度较家兔略大。

4）家兔

家兔，属哺乳纲，兔形目，兔科，食草性哺乳动物。家兔胆小怕凉，喜安静、清洁、干燥的环境。家兔是生物医学实验研究中最常用的动物之一，广泛应用于心血管病、内分泌、脂质代谢、遗传学、药理学等实验研究领域。家兔具有夜行性和嗜眠性，夜间十分活跃，而白天表现十分安静，除喂食时间外，常常闭目睡眠。当其仰卧，顺毛抚摸其胸腹部并按摩其太阳穴时，便可使其进入睡眠状态，在未行麻醉状态下可进行短时间的实验操作。

家兔胸部的中央纵隔将胸腔一分为二，心包膜将心脏单独隔出，因此做心脏手术时，如不破坏纵隔，它可以正常呼吸而不必进行人工辅助呼吸。颈部有单独的减压神经分支。耳朵大、血管清晰可见，便于注射、取血。家兔的抗空气感染力强，术后不易感染。但家兔系草食动物，在消化系统方面与人相差很远。此外，家兔缺乏咳嗽和呕吐反射，所以不适于这些问题的研究。另外，家兔心血管系统比较脆弱，手术时易发生反射性衰竭。

家兔为刺激性排卵，雌兔每半个月发情排卵一次，每胎产仔7～10只，寿命8年。家兔是医学功能学实验常用的大动物，多用于急性实验，也用于慢性实验，能复制多种病理过程和疾病，如水肿、发热、炎症、电解质紊乱、失血性休克、动脉粥样硬化等。目前常用的品系有大耳白兔、青紫蓝兔和新西兰白兔。

2．实验动物的选择

实验动物种类繁多，实验动物的选择是一个内容复杂的问题，不同的实验有不同的目的、要求，而各种动物又有各自的生物学特性和解剖生理特征，因而不能随便选一种动物来进行某项实验研究。事实上，各项科学实验都有其最适合的实验动物，如果选择得当，则可节约人力、动物和时间，以最小的代价最大限度地获得可靠的实验结果。否则，不仅会造成不必要的浪费，而且会影响实验结果的判断。因此，掌握正确的实验动物选择方法非常重要。对于生物医学研究而言，正确选择实验动物应遵循以下基本原则。

1）相似性原则

在实验动物中，动物的选择通常依据对实验品的敏感程度，或实验品在体内的代谢转归与人体的相似性来确定。

在医学领域内研究的根本目的是解决人类疾病的预防和治疗，因此应选择那些结构、功能、代谢和人类相似的动物进行实验。一般来说，实验动物进化层次越高，其功能、结构越复杂，反应也越接近人类。猴、猩猩、狒狒、长臂猿等灵长目动物是最类似人的实验动物，是研究人类脊髓灰质炎、脑炎、痢疾、肝炎、麻疹等传染病的理想动物。近年来发现的一种小型灵长目动物，体重仅20～250g的树鼩，在新陈代谢方面比起啮齿目动物与人类更相似，在乙型肝炎、睡眠生理、疱疹病毒等研究中有重要用途。

2）差异性原则

各种实验动物在基因型、组织型、代谢型、易感型等特点上的差别也是实验可比性内容。当研究过程中要求以这种差异为指标或特殊条件时，选用不同种系实验动物的某些特殊反应，更适合于不同研究目的的需求。例如，家兔颈部的交感神经、迷走神经、减压神经是分别存在、独立行走的，而人、猪、犬、猫等动物的减压神经并不单独行走，如果要观察减压神经对心脏的作用，选择家兔更合适。

3）易化性原则

在动物实验过程中，进化程度高、结构功能复杂的实验动物，有时会给实验条件控制和实验结果分析带来难以预料的困难。鉴于此，在确保研究目标的前提下，可选择结构、功能较简单的实验动物。如选择两栖类进行神经反射弧实验；利用果蝇寿命短（12d）、染色体数目少（2n＝8）等特点，成功地进行遗传学研究，并确定了染色体的连锁互换定律。而同样方法若以灵长目动物作为实验材料，其难度可想而知。

4）可获性原则

许多啮齿目实验动物，因其繁殖周期短，具有多胎性、饲养繁殖容易、遗传和微生物控制方便等特点，在生物医学实验中应用广泛。如实验大鼠、小鼠是在生物医学领域用量最多且用途最广的实验动物。而灵长目大型实验动物，虽然在许多方面有着不可替代的优越性，但由于繁殖周期长、繁殖率低、饲养管理困难、价格昂贵等因素影响了其易获性，不能得到普及应用。在不影响实验质量的前提下，选用最易获得、最经济、最易饲养管理的动物是实验研究时必须坚持的原则。

5）重复性和均一性原则

重复性和均一性是实验结果可靠、稳定的重要保证。若实验结果不能再现或不稳定，则不能被公认。生物医学实验应该选用标准化实验动物，只有选用标准化的实验动物，才能排除因遗传上的不均质引起的个体反应差异，排除动物所携带微生物、寄生虫和潜伏疾病对实验结果的影响，获得可靠的实验结果，并便于在国际上与同类研究进行比较和交流。在标准化实验动物中，近交系F1代动物、突变系动物均有很好的遗传均质性，个体差异小，而无特定抗原体（SPF）动物则是排除了一切疾病影响的健康动物。在医学科学研究中应杜绝使用随意交配而来的杂种动物和未经任何微生物控制的非标准动物。

3．动物的捉拿、编号与固定

正确地捉拿、固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，以保证实验顺利进行。捉拿、固定动物的方法依实验内容和动物种类而定。捉拿、固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，捉拿、固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取、固定动物的目的。

1）小鼠捉拿、固定方法

小鼠温顺，挣扎力小，比较容易捉拿和固定。捉拿时先用右手抓取鼠尾将其提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和示指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（图2－1（a）），将鼠体置于左手心中，将后肢拉直，以环指按住鼠尾，小指按住后腿即可。有经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和示指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中的固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作（图2－1（b））。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠做一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等时均可使动物先取仰卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在蜡板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，如图2－2所示，先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾，让小鼠头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，使其露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

图2－1　小鼠的捉拿、固定方法

图2－2　小鼠尾静脉注射方法

2）大鼠的捉拿、固定方法

大鼠的捉拿基本同小鼠，但大鼠比小鼠牙尖性猛，不宜用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，捉拿时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌内、皮下等注射或灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和示指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手的虎口，敏捷地从后将其一把抓住。若做手术或解剖等时，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，仰卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。

3）蛙类的抓取、固定方法

抓取蛙类时宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、环指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和示指分别压住左前肢、右前肢，用右手进行操作（图2－3）。

图2－3　蛙、蟾蜍抓取、固定方法

在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两侧耳部突起的毒腺，以免毒液射进眼中。实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。根据实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。

4）豚鼠的抓取、固定方法

豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激，所以在抓取时，必须稳、准、迅速。一般抓取方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和示指环握颈部，另一只手托住臀部（图2－4）。固定的方式基本同大鼠。

图2－4　豚鼠的抓取、固定方法

5）家兔的抓取、固定方法

（1）抓取　实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便，一般以右手抓住家兔颈部的毛皮并将其提起，然后左手托其臀部或腹部，让其重量的大部分集中在左手上（图2－5），这样就避免了在抓取过程中的动物损伤。不能抓双耳或抓提腹部。

图2－5　家兔抓取方法

注：（a）、（b）、（c）均为不正确的抓取方法（（a）可损伤两肾；（b）可造成皮下出血；（c）可损伤两耳）；（d）、（e）为正确的抓取方法，颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。

（2）固定　一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形固定三种。①盒式固定（图2－6）：适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；②台式固定：若做血压、呼吸测定等实验和手术时，则需将家兔固定在兔手术台上（图2－7），四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔手术台四周的固定木块上，头部以兔头固定夹固定，或用一根粗棉绳挑过兔门齿将其绑在兔台铁柱上；③马蹄形固定（图2－8）：多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验。固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒，使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属棒。用马蹄形固定器可使家兔取仰卧位和腹卧位，是研究中常采用的固定方法。

图2－6　家兔盒式固定

图2－7　家兔台式固定

图2－8　家兔马蹄形固定

6）实验动物编号标记方法

动物在实验前常需要做适当的分组，需要将动物进行标记以区分组别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。

（1）颜料涂染　这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有3%～5%苦味酸溶液（黄色）、2%硝酸银溶液（咖啡色）和0．5%中性品红（红色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物身体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从上到下。一般把涂在左前腿上的记为1号，左侧腹部的记为2号，左后腿的记为3号，头顶部的记为4号，腰背部的记为5号，尾基部的记为6号，右前腿的记为7号，右侧腰部的记为8号，右后腿的记为9号。若动物编号超过10或为更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假设把红的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠（图2－9），其余类推。

（2）烙印法　用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在乙醇中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位用乙醇消毒。

（3）号牌法　用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。对猴、犬、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。

（4）体内埋号编号法　在体内埋入带有编号的电子芯片（一般作为长期慢性实验的编号方法）。

图2－9　颜色被毛涂擦标记法

（5）耳孔编号法　用动物专用的打孔机在动物耳部一定位置打一小孔来代表一定的号码。打孔法应注意防止孔口愈合，可使用滑石粉抹在打孔部位。

4．常用实验动物的麻醉方法

麻醉的基本任务是消除实验过程中所致的疼痛和不适感，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。

1）常用的麻醉药

（1）常用局部麻醉剂

①普鲁卡因：此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0．5%～1%的溶液。

②利多卡因：此药见效快，组织穿透性好，常用1%～2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0．25%～0．5%溶液做局部浸润麻醉。

（2）常用全身麻醉剂

①乙醚：乙醚吸入法是常用的麻醉方法，各种动物都可应用。其麻醉量和致死量相差大，所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大，可刺激上呼吸道黏液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。但总体来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品（基础麻醉），通常在麻醉前20～30min，皮下注射盐酸或硫酸吗啡（5～10mg／kg）及阿托品（0．1mg／kg）。盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免在乙醚麻醉过程中的兴奋期。阿托品具有对抗乙醚刺激呼吸道分泌黏液的作用，可避免在麻醉过程中发生呼吸道堵塞或手术后发生吸入性肺炎。进行手术或在使用过程中，需要继续给予乙醚吸入，以维持麻醉状态。在慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药；而在一般急性使用中，麻醉后可以先进行气管切开术，通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小，如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。若呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。待恢复自动呼吸后再进行操作。

②苯巴比妥钠：此药作用持久，应用方便，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其他功能影响不大。通常在实验前0．5～1h用药。使用剂量及方法为：犬腹腔注射80～100mg／kg，静脉注射70～120mg／kg（一般每千克体重给予70～80mg即可麻醉，但有的动物要100～120mg才能麻醉，具体用量可根据各个动物的敏感性而定）。兔腹腔注射150～200mg／kg。

③戊巴比妥钠：此药麻醉时间不太长，一次给药的有效时间可延续3～5h，所以十分适合一般使用要求。给药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。用时配成1%～3%水溶液，必要时可加温溶解，配好的药液在常温下放置1～2个月不失效。静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，使用剂量及方法为：犬、猫、兔静脉注射30～35mg／kg，腹腔注射40～45mg／kg。

④硫喷妥钠：此药为黄色粉末、有硫臭、易吸水。其水溶液不稳定，故必须现用现配，常用浓度为1%～5%。此药做静脉注射时，由于药液迅速进入脑组织，故诱导快，动物很快被麻醉。但苏醒也很快，一次给药的麻醉时效仅维持0．5～1h。在时间较长的实验过程中，可重复注射，以维持一定的麻醉深度。此药对胃肠道无不良反应，但对呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神经较副交感神经为强，常有喉头痉挛，因此注射时速度必须缓慢。实验剂量和方法：犬静脉注射20～25mg／kg；兔静脉注射7～10mg／kg。静脉注射速度以注射2mL／15s左右进行。小鼠1%溶液腹腔注射每只0．1～0．3mL；大鼠每只0．6～0．8mL。

⑤氨基甲酸乙酯：此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用，更适合于小动物。一般用做基础麻醉，如实验全部过程都用此药麻醉时，动物应注意保温。使用时常配成20%～25%水溶液，犬、兔静脉或腹腔注射0．75～1g／kg。但在做静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5%或10%溶液，每千克体重注射10～20mL。鼠1．5～2g／kg，由腹腔注射。

以上麻醉药种类虽较多，但各种动物使用的种类多有所侧重。如做慢性实验的动物常用乙醚吸入麻醉（用吗啡和阿托品做基础麻醉）；急性动物实验对犬、猫和大鼠常用戊巴比妥钠麻醉；对家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯麻醉；对大鼠和小鼠常用硫喷妥钠或氨基甲酸乙酯麻醉。

2）麻醉方法

（1）全身麻醉　麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌内注射，产生中枢神经系统抑制，呈现神志消失、全身不感疼痛、肌肉松弛和反射抑制等现象，这种方法称全身麻醉。其特点为抑制深浅与药物在血液内的浓度有关，当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后，动物逐渐清醒，不留后遗症。

①吸入麻醉法：麻醉药以蒸气或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉，称吸入麻醉，常用乙醚做麻醉药。吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和能较快的终止麻醉；缺点是中小型动物较适用，对大型动物（如犬）的吸入麻醉操作复杂，通常不用。具体方法是：使用乙醚麻醉家兔及大、小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。开始动物自主活动，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。如动物四肢紧张度明显降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可行手术和操作。在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醚烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。

②注射麻醉法：常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。

大鼠、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。犬、兔等动物既可腹腔注射给药，也可静脉注射给药。在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。

在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的2／3，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则可不用，避免麻醉过深抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。

（2）动物局部麻醉方法　用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。其特点是动物保持清醒，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少，是一种比较安全的麻醉方法。适用于大中型动物各种短时间内的实验。

局部麻醉操作方法很多，常用方法为表面麻醉、局部浸润麻醉。

①表面麻醉：利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过黏膜阻滞表面的神经末梢，称表面麻醉。在口腔及鼻腔黏膜、眼结膜、尿道等部位手术时，常将麻醉药涂敷、滴入、喷于表面上，或尿道灌注给药，使之麻醉。

②局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射麻醉药，靠药液的张力弥散浸入组织，麻醉感觉神经末梢，称局部浸润麻醉。常用药为普鲁卡因。在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，用0．5%～1%盐酸普鲁卡因皮内注射，使局部皮肤表面呈现橘皮样隆起，称皮丘，然后从皮丘进针，向皮下分层注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸润过的部位刺入，直至要求麻醉区域的皮肤都浸润为止。每次注射时，必须先回抽注射器检测是否有回血，防止将麻醉药注入血管内引起的中毒反应。

3）麻醉效果及注意事项

给动物施行麻醉术时，一定要注意方法的可靠性，根据不同的动物选择合适的方法，特别是较贵重的大型动物。进入深度麻醉状态的判定标准为动物呼吸、心跳正常，但对伤害性刺激没有体动反应。麻醉时注意以下问题。

（1）麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同，而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对呈正比的。一般来说，身体衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况，尤其是采用静脉注射时，绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。

（2）动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。

（3）静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。配制的药液浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。

（4）做慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。

5．实验动物的给药方法

1）经口给药法

（1）灌胃法　此法给药剂量准确，是借助灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药法。

①鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的一侧口角插入口中，然后沿咽后壁慢慢插入食管，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。

②兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上、下门齿之间。然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食管。插入后应检查灌胃管是否确实插入食管。可将灌胃管外端开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

（2）口服法　口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单、方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。

2）注射给药法

（1）皮下注射　皮下注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛间、腹部两侧做皮下注射；家兔可在背部或耳根部做皮下注射；猫、犬则在大腿外侧做皮下注射。皮下注射时用左手拇指和示指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。

（2）肌内注射　肌内注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌内注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜倾斜迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。

（3）腹腔注射　给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧从头部刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边12cm处进行腹腔注射。

（4）静脉注射

①大鼠和小鼠：大鼠和小鼠常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45～50℃的温水浸润数分钟或用75%酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和示指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后将尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。

②豚鼠：豚鼠可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。

③家兔：家兔一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手示指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以环指放在耳下作垫，右手持注射器从静脉末端刺入血管，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。

3）其他给药途径

（1）呼吸道给药　呈粉尘、气体等状态的药物，均需要通过呼吸道给药。如给动物做乙醚吸入麻醉，用锯末烟雾制作慢性支气管炎动物模型等。

（2）皮肤给药　皮肤给药常用于鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、致敏作用等。对家兔和豚鼠，常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

（3）直肠给药　直肠给药常用于动物麻醉。兔直肠内给药时，通常采用灌肠用的胶皮管或114号导尿管进行给药。

（4）脑内给药　脑内给药常用于微生物动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内。

6．实验动物的刺激方法

刺激就是能被机体感受而引起机体功能发生相应变化的内环境和外环境的变化。刺激引起组织兴奋必须具备的三个条件，即刺激的强度、刺激的持续时间和强度－时间变化率均应达到最小值。对机体有效的刺激种类很多，如电刺激、机械刺激、化学刺激、温度刺激等，在电生理实验研究中主要应用的是电刺激，因为其使用方便，并可精确控制其强度、频率和时间等参数，有利于对实验进行定性、定量的观察和分析。

7．实验动物的处死方法

实验动物的处死方法很多，应根据动物实验目的、实验动物品种（品系），以及需要采集标本的部位等因素，选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法，都应使其安乐死。安乐死是指在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。即在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间内无痛苦地死亡。

处死实验动物时应注意，首先要保证实验人员的安全；其次要确认实验动物已经死亡，通过对呼吸、心跳、瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断；最后要注意环保，避免污染环境，还要妥善处理好尸体。

1）颈椎脱臼处死法

此法是将实验动物的颈椎脱臼，离断脊髓致死，为大鼠和小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、示指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。

2）断头处死法

此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，示指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。

3）击打头盖骨处死法

此法主要用于豚鼠和家兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。

4）放血处死法

此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破，或刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。

犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。

5）空气栓塞处死法

处死家兔、猫、犬常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量，猫和家兔为20～50mL，犬为90～160mL。

6）过量麻醉处死法

此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经过度抑制，导致死亡。

7）毒气处死法

让实验动物吸入大量CO₂等气体而中毒死亡。

（王晓梅　张　健　李　慧）

（二）动物实验常用手术方法

生理学实验常以家兔为对象，故以家兔为例介绍常用手术方法。

1．头部手术

1）头部切开术

在研究中枢神经系统的功能（如大脑皮质诱发电位、皮质功能定位等）时，往往需要打开颅骨，用于埋藏或者安置各种电极、导管等。颅骨开口位置及大小视实验不同需要而定。

在瞳孔下方约1cm处剪毛，切开皮肤1cm，分离软组织，暴露颧骨弓部位，用钻头钻1mm的小孔。右侧也按照此法钻一小孔，左右对称。将马蹄形固定器两侧的锥形金属杆嵌在小孔中固定，前方的金属杆尖头对准家兔两上门齿的齿缝，压紧固定。固定时，头部要高于躯干，防止发生脑水肿。

剪去颅顶被毛，沿颅顶正中线切开皮肤4～5cm。用刀柄钝性分离骨膜，充分暴露前囟、人字缝和矢状缝，确定开颅位置，在其中心钻一小孔。调好颅骨钻头钻进的深度（兔一般为2～3cm），将钻头中心轴插入小孔，垂直向下压并旋转钻头。钻至有突破感，此时应减轻力度，缓缓进钻，以免损伤硬脑膜及脑组织，当旋转至有明显突破感时即停止钻孔，用镊子夹去骨片。如需扩大颅骨开口，可将咬骨钳伸入孔内，小心地向四周咬骨，一块一块地取走，切勿拉扯，断面用骨蜡止血。咬除矢状静脉窦处的颅骨时要十分小心，一般应保留前囟、人字缝等骨性标志。用针将硬脑膜掀起，用眼科剪将硬脑膜剪开，小心地掀起四周，操作中切忌伤及脑实质和脑表面的血管。出血时，要用明胶海绵止血。掀开后，立即滴入39～40℃的海绵石蜡以保温并防止干燥。同时要立即进行实验。

2）大脑皮质分离术

用针将硬脑膜掀起，眼科剪剪开硬脑膜，小心地掀起四周，暴露脑组织。用温热生理盐水浸湿的薄棉片盖在裸露的大脑皮质上，防止干燥。操作中切忌伤及脑实质和脑表面的血管，如有出血，要用明胶海绵及时止血。掀开后，立即滴入39～40℃的海绵石蜡以保温并防止干燥。同时要立即进行实验。

2．颈部手术

1）颈部切开术

将已麻醉的家兔仰卧位固定于兔手术台上，左手绷紧颈部皮肤，右手用粗剪刀紧贴皮肤，将手术部位及其周围的被毛剪去（不要用手提起被毛，以免剪破皮肤）。将颈部皮肤绷紧固定，右手持手术刀，沿颈部正中线切开皮肤，上起甲状软骨，下至胸骨上缘，长度为5～7cm。也可用组织镊轻轻提起两侧皮肤，距离胸骨上缘1cm处沿正中线剪开皮肤约1cm，用止血钳钝性分离筋膜（图2－10）。在手术过程中注意及时止血或结扎出血点。

2）气管切开及气管插管技术

气管插管技术即人为地将玻璃或铁质的“Y”形导管插到气管的特定部位。采用此技术能够清除气管内异物、维持动物正常呼吸和便于收集呼出气体进行实验分析，是一项常用的应急性的抢救措施。

待家兔麻醉后，以仰卧位固定于兔手术台上，用粗剪刀剪去颈部的毛。根据动物大小在颈正中线从甲状软骨下至胸骨上缘做5～7cm切口。止血钳纵向钝性分离皮下组织，可见到胸骨舌骨肌，将玻璃分针或止血钳插入左右两侧胸骨舌骨肌间隙内，钝性分离肌肉，并将两条肌肉向两外侧牵拉，以充分暴露气管。再用止血钳将气管与背侧的结缔组织和食管分离，游离气管约5cm并在气管下方穿线备用（穿线时注意将气管与大血管、神经分开）。提起结扎线，用手术刀或手术剪于甲状软骨下1cm处的气管两软骨环之间做一倒“T”形切口，气管上的切口不宜过大或过小，以不超过气管直径的1／3为宜。如气管内有出血或分泌物可用棉球擦净，用组织镊夹住气管切口的一角，将气管插管由切口处向胸腔方向插入气管腔内，用备用线结扎并固定在气管插管分叉处，以防“Y”形插管脱落（图2－11）。

图2－10　家兔颈部解剖

图2－11　家兔气管插管

3）颈部迷走神经、交感神经、减压神经及膈神经的分离方法

将家兔颈部切开后，暴露气管。在气管的一侧用拇指和示指将皮肤和肌肉提起外翻，同时用另外三指在皮肤外向上顶，便可见与气管平行的颈动脉鞘。用左手拇指和示指捏住颈部皮肤和肌肉，其余三指从皮肤外向上顶起外翻，可清晰地看见颈总动脉及其与之伴行的三条神经，仔细辨认三条神经，白色较粗者为迷走神经；灰白色较细者为交感神经；位置介于两者之间且最细者为减压神经（主动脉神经），减压神经常与颈交感神经紧贴在一起，但位置有变异。用玻璃分针在颈动脉鞘外侧刺破筋膜，用眼科镊在鞘膜下穿一根线，以防止鞘膜被打开后血管、神经与周围筋膜和结缔组织混淆。鞘膜被打开后，按照由细到粗的原则，用玻璃分针将减压神经、交感神经和迷走神经逐一分离2～3cm，各穿两根线备用。

4）颈总动脉的分离与插管技术

颈总动脉插管技术是一项常用的实验学技术，可用于动脉血压的测定。

颈总动脉位于气管外侧。气管表面被胸骨舌骨肌和胸锁乳突肌所覆盖，胸骨舌骨肌与气管紧紧相贴且与气管走向一致，胸锁乳突肌向侧面斜行，止血钳分离肌肉组织，在气管的一侧将皮肤和肌肉提起外翻，即可见与气管平行的颈动脉鞘。用浸润生理盐水的纱布顺着血管走向轻轻拭去血液后，用止血钳细心分离血管鞘膜，用玻璃分针轻轻分离颈总动脉与神经之间的结缔组织，分离出3～4cm长的颈总动脉，在其下穿两根线备用，动脉插管前应尽可能将动脉分离得长些。

分离好颈总动脉后，尽量靠近头部用线结扎，待血管内血液充分充盈后，在动脉的近心端，用动脉夹暂时夹闭，以阻断动脉血流。另一根线打一活结，于近头端一侧，用左手拇指和中指拉住结扎线头，示指从血管背后将血管轻轻托起，右手持眼科剪在靠近头端结扎线处与血管呈45°角做一“V”形切口，切口约为血管直径的1／3，先将已准备好的动脉插管从切口处向心脏方向插入动脉约2cm，结扎此线；再将插管固定于动脉血管内，并将余线结扎于插管的固定环上以防止滑脱，注意固定插管的位置，以免扭转（图2－12）。此时轻轻松开动脉夹，导管内液体可随心跳而波动，确认无渗血后，取出动脉夹。

图2－12　家兔颈总动脉插管

5）颈外静脉的分离及插管技术

颈外静脉插管技术是功能学实验技术中一项基本的实验操作技术。颈外静脉插管，可用于注射药物、输液、取血等，也可用于中心静脉压的测定。

沿颈正中线切开皮肤，上起甲状软骨，下至胸骨上缘，做5～7cm切口。也可用组织镊轻轻提起两侧皮肤，在距离胸骨上1cm的正中线处剪开皮肤约1cm的切口，用止血钳钝性分离筋膜，再用剪刀剪开皮肤5～7cm。用止血钳提起皮肤并分离结缔组织，向外侧牵拉皮肤，可清晰见到位于颈部皮下、胸锁乳突肌外缘的颈外静脉。沿血管走向，用止血钳钝性分离皮下筋膜，暴露血管3～5cm，并在血管的远心端穿两根线备用。用动脉夹夹闭颈外静脉近心端，待血管充盈后再结扎远心端，于结扎线前侧的位置用眼科剪做“V”形切口剪开血管（约为血管直径的1／3或1／2），用眼科镊挑起血管切口，将静脉插管（连同输液装置）插入血管内2cm左右，用备用的线结扎插管，并在插管处打一活结绕插管两圈固定。如果要进行中心静脉压测定，则先要测定远心端结扎处到右心房或胸腔大静脉的距离，并在插管上做好标记，插管插入标记处后结扎。一般情况下，插管插入静脉的深度为6～7cm。

3．胸部手术

开胸是常用的手术之一，主要用于心外膜电图记录、心肌缺血再灌注等实验。因实验需要打开胸腔，为保证呼吸运动的正常进行，必须先做气管插管，使用呼吸机。

1）胸部切开术

将家兔耳缘静脉麻醉后，仰卧位固定，左手绷紧胸部皮肤，用粗剪刀紧贴皮肤，剪去被毛。用左手拇指和另外四指将胸部皮肤绷紧固定，右手持手术刀，沿胸骨正中线从锁骨下缘至剑突切开皮肤。用止血钳分离皮下组织，暴露胸骨和左侧胸肌。距胸骨正中线左缘1～2cm，自第2肋骨至剑突上，切断胸肌，暴露第2至第7肋骨，选择第3、第4、第5肋骨附着点用手术刀刀刃向上挑断肋软骨，用肋骨剪将第2至第8肋骨剪断，手术过程中注意随时止血。在胸壁切口左侧缘放置生理盐水纱布，用拉钩牵开胸壁，这时可见心包及跳动的心脏。

2）冠状动脉结扎术

用镊子提起心包膜，用眼科剪小心地将其前部剪开。用包裹湿纱布的左手拇指将心脏向右方翻动一个角度，可见一穿行于浅层心肌下、纵形至心尖的冠状动脉左室支。左手示指将左心房推向上方，拇指和中指轻轻固定心脏，用小号持针器持眼科圆形弯针，在冠状动脉前降支根部下约1cm处左侧刺入，穿过血管下方心肌表层，引出一根线备用。

4．腹部手术

腹腔脏器众多，结构复杂，本书仅介绍胆汁的分泌和排出、用于收集尿液的膀胱插管和输尿管插管。

1）腹部切开术

将家兔耳缘静脉麻醉后，仰卧位固定，行颈部迷走神经分离术。左手绷紧腹部皮肤，右手用粗剪刀紧贴皮肤，剪去被毛，持手术刀沿剑突下正中切开皮肤，用止血钳将皮肤与腹壁分离，沿腹白线切开，长约10cm。

2）胆总管插管术

打开腹腔，用手轻轻地将肝向胸腔部位推移，将胃向左下方推移，找到胃幽门部。将胃幽门部向左下方翻转，可见与胃幽门部连接的十二指肠起始部有一圆形肌性隆起（肌性隆起为胆总管在十二指肠的开口），沿肌性隆起向胆囊延伸方向可见颜色略深的较粗管道，即为胆总管。用玻璃分针在近十二指肠处仔细分离胆总管，并在其下穿线备用，左手轻轻提起胆总管，在靠近十二指肠处的胆总管用眼科剪向胆囊方向剪一斜口，用眼科镊探视是否剪开胆总管，然后将细玻璃管插入胆总管，如有淡绿色胆汁流出，提示插管成功，用备用线结扎固定、反固定。

3）膀胱与输尿管插管术

（1）膀胱插管　在进行动物尿量的定量测定时，一般采用膀胱插管法。

麻醉并仰卧位固定动物，剪去耻骨联合以上下腹部毛，于耻骨联合上方沿正中线做皮肤切口2～3cm，即可看见腹白线。沿腹白线切开或用止血钳及小镊子在腹白线两侧夹住肌肉轻轻提起，用手术剪剪开一小口，然后左手示指和中指从小口伸入腹腔并分开，右手用手术剪在两指间向上、向下剪开腹腔。此时如果膀胱充盈则易辨认，如果膀胱空虚则可根据解剖部位和膀胱外形找到。轻轻将膀胱移出腹腔，在膀胱顶部血管少的地方沿纵向做一横向切口，将准备好的膀胱插管插入膀胱，尽量使漏斗状的插管口对准输尿管在膀胱的入口处，但不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管，然后在膀胱外于漏斗状的缩小处结扎稳妥，膀胱插管的另一端连至计滴器。手术结束后，用湿热生理盐水纱布盖好手术创口。

（2）输尿管插管　此法为进行尿量检测的另一插管方法。

在动物的腹部耻骨联合上方正中做一个2～3cm长的皮肤切口，切开腹壁，将膀胱移至腹外，辨认膀胱和输尿管的解剖位置，分离一侧输尿管附近的组织，穿两根线备用，其中一根结扎，用左手小指托起输尿管，在另一根结扎线上方用眼科剪与输尿管成锐角做“V”形切口剪开输尿管壁，将充满生理盐水的输尿管插管向肾脏方向插入并结扎固定，将插管的另一端连至计滴器上。手术结束后，用湿热生理盐水纱布盖好手术创口。

5．股部手术

股部的血管（如动脉、静脉）一般用于血压测定、放血、输血、输液及注射药物等。

1）股部切开术

将家兔行耳缘静脉麻醉后仰卧位固定，左手绷紧股部皮肤，用粗剪刀紧贴皮肤，将股部的被毛剪去，在腹股沟处用手指触摸股动脉的搏动。沿股腹面正中线从腹股沟下缘向膝部切开皮肤4～5cm，因股三角处的皮下组织菲薄，切开皮肤即可见到由外向内排列的股神经、股动脉和股静脉。股动脉居中，位置靠背侧常被股神经和股静脉部分遮盖，只需将股静脉稍向内移，先分离出来，再分离股动脉（图2－13）。在分离过程中，如有渗血或出血现象需及时止血，分离出血管2～3cm，在其下面穿入两根手术线备用。

图2－13　家兔股三角和股部神经血管

2）股动脉、股静脉插管

当确定游离的血管有足够的长度时结扎远心端血管，待血管内血液充盈后再在近心端用动脉夹夹闭血管。靠近远心端血管结扎线处，用眼科剪呈45°角剪开血管直径约1／3，再用眼科镊夹住切口游离尖端并挑起，插入血管插管，在近心端结扎血管导管，放开动脉夹。利用远心端的结扎线再次结扎插管导管。股动脉和股静脉比较细，手术刺激容易引起血管痉挛导致血管缩小，可局部使用普鲁卡因缓解。

（张绪东　念　红）