清醒动物直接测压法

主要用于大鼠，也可用于狗等动物。

（一）简易清醒自由活动大鼠血压测定技术

1．操作步骤　①导管制作：制作动脉导管时，取PE10聚乙烯管6cm，一端插入PE50聚乙烯管，深度约7mm，并在PE50外均匀加热粘接，使粘接处形成一膨大隆起。为了防止加热时将PE10管腔粘连，事先用E－1弦穿入管内待粘好后再缓慢将弦拉出。制作静脉导管时，取人体硅橡胶管1cm放入氯仿中，待其变软后，套在PE50外。②手术操作：大鼠用地西泮5mg／kg加氯胺酮50mg／kg腹腔内麻醉。在头顶中央剪一2mm长的皮肤小口，将大鼠仰卧固定在手术板上，手术区剪毛，沿股动脉走向切开皮肤，切口上缘达腹股沟，长约3cm，用血管钳分离皮下组织，暴露股动脉、股静脉，用小弯镊和小弯血管钳轻轻将股动脉分离，自股动脉下方穿过两根0号丝线，一根在远心端将动脉结扎，另一根备用。动脉导管PE50端由金属引针经背部皮下从头顶部剪口引出，用塑料注射器将导管内充满肝素200U／ml的等渗葡萄糖液，用小镊子的柄端将股动脉提起以阻断血流，用眼科剪剪一小口，将动脉导管PE10端缓慢插入动脉，放下镊子，此时，可见动脉导管内的血流有节律地缓慢向注射器推进（因塑料针筒阻力大），继续将导管插入至腹主动脉。因腹主动脉压力较大，往导管内推注少许液体松手时血液即刻又将导管充盈，证明导管已插好，用近心端这根备用线将股动脉结扎在导管上。为了防止动物在接记录系统时将导管拉出，在导管膨大隆起处穿一根线将导管固定在腿部肌肉上。导管内换上PVP溶液，用大头针封口，缝合切口。按常规分离颈外静脉或股静脉，插上静脉导管以备给药用，将导管用引针经皮下从头顶部剪口引出与动脉导管一起用马鞍固定在项部。术后30min动物苏醒，独笼饲养36h后可连接测压系统进行实验。③连接测压系统：将动物连接测压系统（图7－4）。先将动脉导管内PVP溶液清除，换入肝素化生理盐水。动脉导管经一连接管连上转动装置，连接管外由弹簧钢丝保护。转动装置可以随动物活动而旋转，并保证液体流动通畅。在转动装置与压力换能器之间有一灌注三通管连接恒速推注器。经此灌注装置持续向动脉导管内输注（每小时0．5ml）肝素化（2．5×103 U／L）等渗葡萄糖液。④记录血压：采用生理记录仪记录血压。

2．注意事项与评价　①动脉插管的选择：开始采用国外类似方法，选用直接从腹主动脉插管，此法需打开腹腔，手术视野较大，动脉与静脉不易分开，易引起出血，故成功率低（约50%）。1990年后改用从股动脉插入腹主动脉的方法，优点：不需要打开腹腔，手术创伤小，动物恢复快；手术简便，易掌握；手术成功率高，可达80%以上。②给药途径：如不采用静脉给药，则不行静脉插管，但灌胃、腹腔注射等给药操作可影响即时血压记录。为了满足口服药物实验需要，准确测定经胃给药的时效关系，可预先造胃瘘，将导管一端插入胃内，另一端用引针经皮下从头顶部剪口引出与动脉导管一起用马鞍固定，以备给药用。③为防止导管凝血，实验过程中一定要向动脉导管内恒速输注肝素化等渗葡萄糖液。④实验环境：动物连接到测压系统后，至少适应4h再开始记录。动物置放在透明的有机玻璃圆筒内，圆筒放在通风的木制柜内。动物可以自由摄食和饮水。实验室恒湿恒温（温度：23±1℃）、光照自动控制（8：00～20：00）灯亮，其余时间灯灭，即一天中明暗时间比为（12h∶12h）。⑤此法的优点：动物为清醒状态，活动不受限制；可进行急性实验和慢性实验，但慢性实验维持时间有限。

图7－4 清醒自由活动大鼠测压系统

（二）计算机化清醒自由活动大鼠血压测定技术

与上述方法不同之处是本法采用安装专门程序的计算机记录血压（图7－4），这样可长时间连续监测血压，并快速取得实验结果。方法如下。

（1）采样、记录和储存：压力信号经换能器转换为电信号，再经放大器输入计算机。多以250Hz的频率采样，即每4ms采样一次，若大鼠心率以每秒6次计，则对每个心动周期的动脉压波形取41～42个点，已能较真实地反映动脉血压波形。在采样的同时进行实时计算，计算出每个心动周期的5个参数：收缩压、舒张压、心动周期、射血面积和下降斜率。并将这5个参数值存放到硬盘内。采样的间断率在1%以内。采样及实时计算程序以80286汇编语言编写，大大提高了取得结果的速度。

（2）数据处理和结果分析：首先是整理数据，包括查阅、修正、打印、图形显示和压缩等。主要是压缩，可以根据需要将记录中任一段时间内数据按任选的倍数压缩。压缩后数据以平均值和标准差表示。对压缩后的数据，可进一步压缩。实时记录的大量一次数据存在硬盘上，压缩后的二次数据可以存在软盘上长期保存。结果分析包括统计分析、信号分析和药物效应计算三部分。经过整理分析后的数据结果也可调用阅读、绘图、打印等程序，把数据或曲线打印在纸上供分析和保存。