常用实验动物烧伤模型和观测指标

烧伤外科学研究实际是外科基础的研究，其模型涉及不同体表面积与深度的烧、烫伤及其并发症的研究。包括烧伤病理、烧伤休克、烧伤感染、烧伤免疫、烧伤营养和代谢、吸入性损伤、化学烧伤、放射烧伤、表皮细胞培养、皮肤储存、创面愈合、组织修复和再生医学等方面。由于篇幅所限，本节仅对常用烧烫伤模型、烧伤休克、烧伤感染及吸入性损伤动物模型加以介绍，其他内容读者可参阅相关书籍。

一、凝固汽油烧伤模型

（一）模型制作

1.凝固汽油的配制　10000ml磨口玻璃瓶装凝固汽油粉150g，加93号汽油5000ml，每天搅拌一次，搅拌结束盖好玻璃瓶盖，待凝固汽油粉完全溶解后，1周左右方可使用。配成的3%凝固汽油像糨糊样黏稠。

2.动物选择　可选用羊、犬、猪、兔或豚鼠，而大、小鼠宜采用烫伤。

3.脱毛方法　将背、胸腹两侧和四肢外侧毛先剪短，再用剃刀或刀片刮净，如果用20%硫化钠脱毛，必须用温热水冲洗残留在皮肤上的硫化钠。

4.烧伤面积　根据动物体重和身长计算出所需要的烧伤面积，用紫药水做出标记。

5.致伤方法　采用腹卧位，四肢固定在致伤台上，用湿棉垫或湿布保护烧伤面积外皮肤。用3%凝固汽油涂在脱毛的皮肤上，每20cm2皮肤用3%凝固汽油1ml，燃烧5s达Ⅰ度烧伤，燃烧6～15s达浅Ⅱ度烧伤，燃烧15～20s达深Ⅱ度烧伤，烧20～30s达Ⅲ度烧伤。以上烧伤深度均需病理检查证实。

（二）注意事项

1.配好的凝固汽油必须放在阴凉安全地方，不要放在冰箱内，因为凝固汽油容易挥发，打开冰箱时其内灯亮起时会产生火花，容易发生爆炸。

2.瓶盖须垫上薄纸，否则凝固汽油黏着瓶盖无法打开，如瓶盖被黏着时用温热水慢慢加热，禁用火烤。

3.涂凝固汽油宜快、均匀，迅速点火燃烧以防汽油挥发影响烧伤深度。

4.各种动物凝固汽油烧伤模型

（1）豚鼠：采用成年豚鼠，体重400±20g，烧15～25s达Ⅲ度烧伤。

（2）家兔：重2～3kg为宜，烧20～30s达Ⅲ度烧伤。

（3）小型猪：体重22±2.5kg，身长50cm。燃烧40～45s达Ⅲ度烧伤。

（4）比格犬：体重10～15kg。①35%TBSA烧伤：动物俯卧固定，烧伤时可静脉注射1%丙泊酚0.5ml/kg或3%戊巴比妥钠作10～15min或3～5h麻醉。在其颈、背和臀部均匀涂抹3%凝固汽油，燃烧30s造成Ⅲ度烧伤，采用贴纸法计算出上述区域占体表总面积的（34.8±4.6）%TBSA；②50%TBSA烧伤：用凝固汽油均匀涂抹颈后、背部、臀部、胸腹两侧和整个前胸，依据贴纸法计算该区域总面积约（51.2±2.6）%TBSA，燃烧30s造成Ⅲ度烧伤。

二、烫伤模型

恒温水浴锅，水温92℃以上。家兔烫10s达浅Ⅱ度烫伤，11～18s达深Ⅱ度烫伤，19～20s达Ⅲ度烫伤；犬烫10～20s达浅Ⅱ度烫伤，21～30s达深Ⅱ度烫伤，31～40s达Ⅲ度烫伤；大鼠烫18～20s达Ⅲ度烫伤。小面积的烫伤也可以用一个能控温的电热板或电熨斗制模。

三、烧伤休克模型

（一）烧伤面积的选择

应依据实验的目的而定。轻、重度烧伤休克研究，可采用30%（Ⅱ度、Ⅲ度）或以下面积的烧伤。如果要进行重度烧伤休克的研究或研究烧伤休克对内脏功能的影响和严重烧伤休克缺血再灌注损害等，烧伤面积应该增大，一般以40%～50%（Ⅲ度）的烧伤面积为宜。常用的烧伤休克动物模型：犬50%Ⅲ度烧伤休克模型，特点是若不输液治疗，伤后2h休克发生率达95%，6h出现严重休克，24h死亡率达90%以上；若伤后6h开始均匀补液，30%动物休克难以被纠正而并发脏器功能损害，72h死亡率仍然达30%以上。研究小动物烧伤休克可选择大鼠30%～50% Ⅲ度烫伤休克模型。

（二）烧伤休克液体治疗模型

1.静脉补液模型　根据研究需要制作犬或大鼠30%～50%（Ⅲ度）烧伤模型，静脉补液组动物于伤后30min经静脉补充乳酸钠林格液，补液量和速率依据Parkland公式，即第1个24h补液量为4ml/（kg·1%TBSA），前8h补1/2，后16h补1/2，第2个24h起补充葡萄糖-电解质液。

2.静脉延迟补液模型　动物随机分为延迟补液组和静脉补液组。延迟补液组伤后第1个24h（不补液持续时间根据研究需要可定为4～24h）内无治疗；静脉补液组于伤后30min静脉补液，补液量和速率依据Parkland公式，即第1个24h补液量为4ml/（kg·1%TBSA），前8h补1/2，后16h补1/2。伤后24h起两组动物均实施静脉补液。

3.口服或肠内补液模型　动物随机分为不补液组、口服（肠内）补液组和静脉补液组，口服（肠内）补液组需要在烧伤前做胃或十二指肠造口置管。不补液组伤后第1个24h内无治疗；口服（肠内）补液组和静脉补液组于伤后30min分别经胃（十二指肠）管和静脉输注葡萄糖-电解质液，补液量和速率依据Parkland公式，即第1个24h补液量为4ml/（kg·1%TBSA），前8h补1/2，后16h补1/2，伤后24h起各组动物均实施静脉补液。

四、烧伤休克常用监测指标

（一）血流动力学及心脏功能指标

主要包括动脉和中心静脉血压、血容量、心脏功能指标、循环和血管阻力、组织灌流或血流量等

1.动脉血压　受每搏量、血容量、外周阻力、血液黏度及血管壁的顺应性等因素的影响。休克时血压多有不同程度的降低，且降低程度与休克严重程度呈正相关。动物实验中，大多采用动脉直接测压法进行检测，除可连续准确的测定血压外，还可显示或记录动脉压力波形。一般选外周较表浅的动脉，可切开皮肤暴露动脉后穿刺置管或经皮做动脉穿刺置管，然后连接冲洗系统和压力传感器，并接血压监测装置。校准零点后，即可显示动脉收缩压、舒张压和平均压。常用动物血压正常值，见表7-4。

具体操作：于颈动脉搏动最明显处切开颈部右侧皮肤约4cm，钝性分离皮下组织并游离出颈总动脉和颈外静脉，分别实施血管切开置管术：颈总动脉置入血流动力监护仪的压力/温度探头导管，管口进入主动脉1cm；颈外静脉置入深静脉导管，管口位于上腔静脉，两导管的血管外段由皮下穿出固定于体表。

2.中心静脉压　受血容量、静脉血管张力、右心室排血能力、胸腔内压力、静脉回心血量等因素的影响。通过颈静脉、锁骨下静脉、股静脉、大隐静脉等穿刺或切开置管。

3.血容量　可测定红细胞容量或血浆容量，然后根据血细胞压积推算出血液总容量；也可同时测定红细胞容量和血浆容量，直接算出血液总量。

循环血浆容量：一般采用染料稀释法，即静脉注射某种染料，常用伊文思蓝或靛青绿（indocyanine green，ICG），然后取血标本，测定染料在体内被血浆稀释的倍数，据此推算血容量中的血浆容量。采用靛青绿染料稀释法，每次测量时由静脉注入12.5mgICG（5mg/ml），之后每隔60s抽取5ml静脉血共3次，血标本经1800g离心10min，取上清液并用分光光度计在805nm波长测定ICG吸光度，再根据标准曲线换算出ICG的浓度，由ICG的浓度变化可知其被血浆稀释的倍数，以此推算血浆容量。

血液总量=100×血浆总量/（100-血细胞压积）

烧伤后由于血管通盘性增加，血浆从血管向组织渗出，循环血浆容量显著减少。

4.心功能指标

心泵功能主要指标及计算公式（表7-5）：

心排血量CO（L/min）=SV（ml/次）×心率（/min）

每搏量指数SVI[ml/（次·m2）]=SV（ml/次）÷体表面积（m2）

心脏指数CI（L/min×m-2）=CO（L/min）÷体表面积（m2）

心功指数CWI（10Pa×L/min）=0.0136×CI（L/min）×MAP（10Pa）

每搏功SW（10-2N×m）=0.136×SV（ml/次）×{MAP-PAWP}（10Pa）

左室每搏做功指数LVSWI（10Pa×m）=0.00136×{MAP-PAWP}（10Pa）×SVI[ml/（次×m2）]

右室每搏做功指数RVSWI（10Pa×m）=0.0136×{肺动脉压-中心静脉压}（10Pa）×SVI[ml/（次×m2）]

以上各式中，MAP为平均动脉压，PAWP为肺动脉楔压。

心脏收缩性能指标包括左心室内压峰值（LVSP）、左心室内压最大变化速率（dp/dtmax）、心肌收缩成分缩短速度的生理最大值（Vpm）和零后负荷时收缩成分最大缩短速度（Vmax）。

5.循环阻力和血管阻力

心排血量CO（L/min）=SV（ml/次）×心率（/min）

肺血管阻力PVR（dyn×s×cm-5）=1332×肺动脉压（10Pa）÷CO（L/min）

外周阻力SVR（dyn×s×cm-5）=1332×MAP（10Pa）÷CO（L/min）

6.血流量　采用瑞典PERIMED公司PeriFlux System 5000型激光多普勒血流仪测量。该血流仪适合于胃肠黏膜、肝肾脾等脏器表面以及肌肉和脑组织的深部血流量的测量，测量时需要暴露所要测量的器官并用相匹配的探头测量。

（二）血液流变学指标

主要检测血液黏度、红细胞压积、红细胞变形性、纤维蛋白原测定、血小板黏附及聚集率。

（三）组织供氧和氧合

1.血气分析　见表7-6。

2.氧输送量（DO2）和氧耗量（VO2） 是目前判定休克及抗休克疗效的重要指标。测定时需要抽取动脉和混合静脉血进行血气分析，得到动脉和混合静脉血氧含量，再根据公式计算得出。如果DO2增加伴有VO2增加，表明组织灌流改善；若VO2未增加，表明心功能已改善，但组织灌流仍未改善，或微循环仍未被纠正，或缺氧组织利用氧的能力降低（多提示为休克晚期）；若复苏治疗后DO2和VO2均无改善，表明心脏失去代偿能力，病人处于难治性或不可逆性休克状态。

计算公式如下：

VO2（L/min）=动-静脉血氧含量差×CO（L/min）

DO2（L/min）=动脉血氧含量×CO（L/min）

氧摄取量（%）=动-静脉血氧含量差÷动脉血氧含量

（四）血管通透性变化

观察大分子物质（如同位素标记蛋白、与血浆结合的染料、右旋糖酐等）渗出血管的情况，能判定毛细血管的通透性变化，例如131I标记蛋白测定法、染料法。以肺毛细血管通透性测定为例，由颈静脉注入1%伊文思蓝染料2mg/kg，伊文思蓝可于数秒内迅速与血浆白蛋白定量结合，注射后30min将动物处死取出全肺，用等渗盐水做肺血管灌洗，定量称取肺组织放入二甲基甲酰胺液中24h，取其提取液用分光光度计（600nm）测定，计算结果以每克组织伊文思蓝（μg/g）表示。

（五）胃肠组织灌流

1.胃黏膜CO2分压　用气体张力测定仪（芬兰，Tonocap型 Gastric tonometry）测定，仪器配有16F三腔管，顶端有气囊，使用时将三腔管经口插入胃内，气囊贴于胃黏膜，测量时气囊自动充胀，待囊内与胃黏膜两侧气体张力平衡后，囊内气体被抽入仪器测定其中的PCO2，结果以mmHg为单位直接显示在显示器上。

2.肠黏膜血流量　一般可在麻醉状态下暴露所要测量的小肠黏膜用探头测量。如需在犬非麻醉状态下动态测定肠黏膜血流量时，可做剑突下腹部正中切口3cm打开腹腔，暴露空肠起始段，于十二指肠悬韧带远端10cm处造口，置入一段无菌胶管（约25cm长，内径3mm左右）并荷包缝合固定，胶管外端经窦道穿出体表固定并夹闭管外口，关闭腹腔。打开空肠置管外口，将激光多普勒血流仪的接触式光纤探头顺小肠置管送入肠腔，使探头顶端轻抵肠黏膜，开启血流仪采集信号，信号经仪器转换为血流灌注量单位（BPU），BPU为数码信号，其值输入计算机，采用PERIMED公司配套软件PSW2.0版进行曲线的输出、记录，每次测量时间30s，取稳定的曲线10s计算平均值。

（六）胃肠功能

主要介绍研究烧伤休克口服补液时胃排空和小肠吸收的检测方法。

1.胃排空率　采用酚红指示剂法和核素法。

（1）指示剂法测定：常用酚红（phenol red，Sigma公司产品），实验前先制作酚红浓度和560nm光波下吸光度的相关标准曲线；测量时经胃管定量（2ml）注入已知浓度（100mg/L）酚红，待与胃内液体混匀后抽出2ml，分光光度计读取吸光度值并依标准曲线转换为浓度值，根据酚红浓度的变化推算出胃内液体量；30min后依同理再测胃内液体量，胃排空率即为前后胃内液体量的差值（排空量）与30min内注入总量的比值。

（2）采用核素法测定：胃内残余的锝99m-二乙三胺五醋酸（99mTc-DTPA）放射性活度能反映胃排空率。于烧伤前1天禁食水8h，通过胃管注入待排空液（如电解质葡萄糖液）0.25ml/（kg·1%TBSA），然后加入99mTc-DTPA 1ml，采用Philips公司Forte双探头测量胃中残余的99mTc-DTPA放射性活度R0，给药后每15min间隔测量1次胃内残余DTPA的放射性活度Rt，2h后结束，根据公式：

VG=（R0-Rt）/R0

VG为此时胃对高渗的排空速度，2h后若VG大于50%，继续测定，直到达到50%以下，记录50%胃排空时间。

2.肠道吸收速率　小肠对溶液中水分的吸收采用酚红法测定，电解质及营养物质采用生化法测定。

（1）肠道造口法：可采用犬在清醒状态下动态测定。先做剑突下腹部正中切口打开腹腔，暴露空肠起始段，于十二指肠悬韧带远端10cm、20cm和50cm处造口，各造口处分别置入一段无菌胶管（约25cm长，内径3mm左右），并荷包缝合固定，胶管外端经窦道穿出体表固定并夹闭管外口，关闭腹腔。使用Cooper的方法改进后进行测定，肠内输入氯化钠葡萄糖溶液内加入酚红（浓度0.02g/L），即500ml溶液加入酚红10mg。酚红为大分子物质，不能通过小肠黏膜被吸收，因此随着氯化钠葡萄糖溶液的吸收，肠腔内的酚红浓度会逐渐升高，由酚红浓度的变化可推算出口服液体被吸收的速率。于烧伤后通过肠管A（十二指肠悬韧带下10cm造口管）输入溶液，于烧伤后2、4 、6、8h和24h分别收集肠管B（十二指肠悬韧带下20cm造口管）、肠管C（十二指肠悬韧带下50cm造口管）中的肠液2ml，1000rpm离心15min，取上清液1ml。取0.5ml肠液上清液加入20%氢氧化钠溶液5ml，采用分光光度仪比色（波长550nm），根据酚红浓度标准曲线可以计算此时的酚红浓度。取0.5ml肠液采用7170自动生化分析仪测定钠和葡萄糖的浓度。

具体计算方法为：假设小肠自上而下三个造口处管依次为A、B、C管，将酚红-口服液（酚红浓度为Ca）由A管以速度Va（ml/h）匀速泵入，每个检测时相点分别由B、C管抽取1ml肠内液体测量酚红浓度（Cb、Cc），B、C管顶端肠内液体流速为Vb、Vc，得出如下公式：

Vb＝Va×Ca/Cb

Vc＝Vb×Cb/Cc

△V＝Vb-Vc

△V即为B、C管之间肠段对口服液的吸收速率，此结果除以该段肠管的长度就是整个肠道口服液的吸收速率，以ml/（h·m）表示，即单位长度肠道在单位时间内吸收口服液的量。

（2）小肠循环法：取腹正中切口，自十二指肠起始段幽门下5cm和回肠末段上5cm各剪开一个小口，向十二指肠远端和回肠近端各插入直径为0.5cm的无菌硅胶管，用线扎紧，注入37℃生理盐水将小肠内容物冲洗干净。将林格液或葡萄糖-林格液作为灌流液置于37℃恒温水浴箱预热30min，之后两硅胶管游离端置于循环液中，使小肠、硅胶管和灌流液三者形成闭合环路（图7-1），并通过输液泵驱动进行肠内灌流（补液）。各组于伤后0.5h开始补液。补液量和速度用智能输液泵根据1/2 Parkland公式量[2ml/（kg·1%TBSA）]设定。用分光光度计读取溶有不同浓度酚红（Sigma公司）的灌注液（如葡萄糖-林格液）在550nm处的吸光度值，做出酚红标准曲线。补液时将酚红溶于确定量的灌注液中（每100ml含2mg酚红）用输液泵输入小肠。酚红为大分子物质，不被小肠黏膜吸收，因此，随着水分不断在肠腔内吸收，通过测定灌注液中酚红颜色的变化可计算出小肠对水的吸收速率。依同理，随着Na+不断被肠道吸收，也可通过测定灌注液中Na+浓度变化计算出的小肠对Na+吸收速率。

五、烧伤感染模型

1.大鼠烫伤创面脓毒症模型

（1）动物的选择：可选用SD品系健康大鼠，体重180～220g，雌雄不限。

（2）铜绿假单胞菌菌悬液的制备：将经过血清学分型的铜绿假单胞菌接种在装有100ml肉汤培养基的培养瓶内，37℃孵育24h，3000r/min，离心30min，弃上清液，用无菌生理盐水稀释，比浊法测得菌液浓度为2.5×105CFU/ml，4℃冰箱保存、备用。

（3）致伤与创面接种细菌：大鼠用1%戊巴比妥钠（30mg/kg）腹腔麻醉，剪去背部毛发，固定在有固定孔的特制木架上，背部浸入92℃热水中18s，可造成28%Ⅲ度烫伤。致伤后立即腹腔注射生理盐水（4ml/100g）以抗休克。烫伤创面用无菌纱布擦干后，均匀涂布1ml菌液。大鼠单笼饲养，常规饮食，自由饮水。

（4）观察指标：大鼠在1%戊巴比妥钠腹腔麻醉下，常规消毒胸腹部，采心脏血做细菌培养并定量；活杀后再无菌条件下切取肝、肾、肺、脾及痂下组织，分别做细菌定量培养；对肝、肾、肺进行病理检查。

（5）结果：对照组内脏均未见异常；5d存活率为100%，而涂菌组则只存活40%。痂下细菌定量与血培养结果：伤后24h，痂下菌量为6.1×105/g，表明已形成侵入性感染，即构成创面脓毒症。内脏细菌定量与血培养显示伤后12h，除肺外，肝、肾、脾组织中均可检出同型铜绿假单胞菌。伤后48h，肝、肾、脾、肺4种内脏均检出实验菌株，检出率分别为80%、30%、50%和20%。血液实验菌株检出率达44.4%。上述结果表明，此模型不仅造成烫伤大鼠创面脓毒症，并已导致全身播散性感染。

图7-1　大鼠在体研究小肠吸收模型

2.烧伤肠源性感染模型

（1）实验动物：Wistar健康大鼠，体重180～220g，雌雄不限，致伤前在实验室喂养1周。

（2）异硫氰荧光素标记：将已制备好的铜绿假单胞菌等量加入碳酸氢钠-枸橼酸缓冲液（PBS），再加入异硫氰荧光素（20μg/ml），4℃搅拌12h，无菌生理盐水清洗，4℃保存备用。

（3）模型制作：大鼠单笼喂养1周，禁食8h，清醒状态下将胃管经口插入胃内，注入1.5% NaHCO3 1ml，待1min后注入菌液（1ml/100g），自由进食，给菌后8h，在1%戊巴比妥钠（3mg/100g）腹腔麻醉下，背部电推剃毛，将大鼠固定在有固定孔的特制木架上，背部浸于92℃水中18s，造成28%Ⅲ度烫伤，立即腹腔注射生理盐水6ml（4ml/100g），单笼饲养，常规饮食，足量饮水。动物分别于伤后1、2、4、8、16、24、48h和72h分批活杀。

（4）观察指标：血液培养和肝肾组织分别做组织细菌定量培养，荧光显微镜下检测标记的铜绿假单胞菌。

六、吸入性损伤模型

吸入性损伤（inhalation injury）是指热空气、蒸汽、烟雾和（或）化学物质等理化因素吸入后引起的呼吸道乃至肺实质的急性损伤，并往往伴有全身中毒。目前国内外已研制了多种稳定的、适用于不同研究目的和（或）条件的吸入性损伤动物模型，包括犬、山羊、绵羊、小型猪、家兔、豚鼠、大鼠等，概括起来分两大类：蒸汽吸入性损伤和烟雾吸入性损伤。

（一）蒸汽吸入性损伤动物模型的制作

临床上蒸汽吸入性损伤虽较烟雾吸入性损伤少见，但它代表热力致伤的一种吸入性损伤类型，致伤因素较单纯，吸入剂量易于控制，伤情较稳定，利于对比；更由于损伤限于局部，摒除了全身中毒因素的影响，便于对呼吸系统受损后的病理、病理生理发生发展过程和发病机制的观察，以及药物效果的验证等。

1.实验材料　①动物：因需气管插管，故一般需用较大动物，可选用成年健康犬、山羊、绵羊、小型猪、家兔等，雌雄不限，根据实验研究需要随机分组；②药品：戊巴比妥钠，氯化琥珀胆碱；③常规手术器械，气管导管或气管套管等；④2000W调压电炉，秒表等；⑤人工呼吸机：为国产轻便空气麻醉机；⑥半导体温度计或自动平衡记录仪。记录仪备有记录笔两支，一支接高温（0～1500℃）热电偶，记录蒸汽温度；一支接铁-康铜电偶（0～100℃），经导管插入气管内，超出内口约0.5cm，测气管内温度。记录纸走速为1200mm/h；⑦蒸汽发生器：根据条件，可用手提式高压蒸汽消毒器或家用高压锅改装。

2.模型制作

（1）犬（羊、猪）蒸汽吸入性损伤：静脉注射1%戊巴比妥钠（30mg/kg）麻醉，仰卧固定于解剖台上。经口插入气管导管至环状软骨下约2cm，然后经导管插入铁-康铜电偶于气管内固定位置（导管内口下0.5cm），连续记录气管内温度。静脉缓慢注射0.05%氯化琥珀胆碱（司可林），直至自主呼吸完全停止（一般用量3～5ml）。立即接上呼吸机行机械通气，频率12/min。当压力锅内温度达120℃时，即松开橡皮管远端夹子，充分预热橡皮管，并用高温热电偶测量橡皮管出口蒸汽温度，不低于100℃时方可致伤。待高压锅内温度降至110℃、压力41.68kPa时，移除呼吸机，迅速将橡皮管与气管导管连接，继续行人工呼吸，直至自主呼吸恢复。

（2）家兔蒸汽吸入性损伤：为了排除吸入致伤物对肺的直接损害作用，研究吸入性损伤后神经、体液和细胞等因素在肺损伤中的作用，可采用单侧肺吸入性损伤模型。选择与家兔支气管直径相当的Carlens双腔支气管内导管（或用塑料管自制），全身麻醉后经气管切开处插入，封闭气囊，一腔用于单侧通气，一腔用于单侧致伤。待动物呼吸平稳后，缓慢注射司可林（剂量同前）。自主呼吸停止后，立即将排出0.98kPa压力蒸汽的橡皮管与致伤侧支气管导管连接，通入蒸汽2s，然后迅速拔出Carlens管，插入气管套管，连接呼吸机，行人工呼吸直至自主呼吸恢复。此模型亦可用于犬、羊、猪等大动物。也可经口插入Carlens管，而不需气管切开。另外也可用于烟雾吸入性损伤模型。

3.模型特点及注意事项　模型特点：伤情较稳定；模型制作方法较简易、经济，用一家用或手提式高压锅改装即成。注意事项：致伤时影响因素较多，特别是呼吸的影响较大，必须阻断自主呼吸，人工呼吸的次数必须均匀，气管内热电偶的位置必须恒定、适当，灌入蒸汽的量也应恒定。

（二）烟雾吸入性损伤动物模型的制作

1.犬烟雾吸入性损伤　静脉注射戊巴比妥钠麻醉（不阻断自主呼吸），仰卧位固定，经口气管插管。取发烟饼或干燥木屑100g，置一铝盆中，然后放置电炉上（以免发生明火）。接通电炉电源，待发烟材料开始冒烟时，盖上发烟器盖，开动呼吸机向发烟器内灌入空气以助燃，频率18/min，320～350ml/次。连续测定橡皮管出口温度，待升至42℃时，拔去电炉电源，停止加热，但不停止灌入空气。出烟口冒出黄白色浓烟时，立即充盈致伤犬气管插管的气囊，将橡皮管出烟口与气管插管紧密相接，迅速致伤。灌烟持续5min。

2.山（绵）羊烟雾吸入性损伤　基本方法同犬烟雾吸入性损伤。因羊较驯服，可不麻醉而在清醒状态下致伤。仰卧位固定后，喉头喷射或经环甲膜穿刺气管内注射3%丁卡因1ml后行气管插管。经气管插管吸入烟雾后2.5～3.0min，频率18/min，320～350ml/次。致伤后立即拔管。

3.家兔烟雾吸入性损伤　接通烟雾发生器电炉电源，预热15～20min，使发烟器内温度升至85～90℃，放入发烟材料（干燥松木屑加煤油30ml，均匀混合后置铝盆中）。发烟5min后，盖紧发烟器盖，连接烟雾发生器与致伤烟箱，启动呼吸机向发烟器内送入空气，并把烟雾驱入烟箱（50/min，100ml/次）。5min后烟箱灌烟量25L，与烟箱容积接近。在此期间打开烟箱内白炽灯，调节烟箱内温度至38～40℃。待箱内充满烟雾后，迅速打开烟箱门，使家兔在清醒状态下自行吸入烟雾6.75～7.0min致伤。

4.大鼠烟雾吸入性损伤　致伤装置由烟雾发生器、致伤室、气体流速仪和管道系统组成。烟雾发生器：用手提式压力蒸气灭菌锅（YXQS646型，宁波）改制，顶盖安装进气口和排气口，分别与相应管道连接，将压力蒸气灭菌锅置于2000W功率电炉上。致伤室：10L玻璃干燥器改制，使用时在顶盖边缘涂抹凡士林保持密封。气体流速仪：流速在1.0～5.0 L/min范围内可调。连接方法：约有1.5m长管道盘曲成螺旋状浸入冰水使烟雾降温，排除热力影响（图7-2）。发烟材料：采用白松木屑，使用前置80℃烤箱烘干8h，100g封装。

全部致伤过程分为3个伤程。将大鼠放入致伤室内，在致伤前预先吸氧10min（1L/min）。发烟器内电炉通电预热5min，使发烟器温度上升至85～90℃。发烟器内放入100g烘干的松木屑，盖上顶盖，继续加热5min，此时排气口有黄色烟雾冒出，停止加热。转动三通阀门使致伤室与发烟器连通，启动气体流速仪（流速为2L/min）将烟雾驱入管道，与氧气混合后，通过管道经0℃冰水降温后通入致伤室。持续5min后调整三通阀门，改为单纯吸氧5min（1L/min）。如此反复3次，使总致伤时间达到15min，造成中度吸入性损伤（病理证实）。按照上述程序造成烟雾吸入性损伤，168h内总死亡率27.5%。吸氧5min回笼饲养。病理学改变：肉眼可见伤后大鼠肺叶饱满，有斑片状出血，肺表面有液体渗出，轻轻按压后气管内溢出大量粉色泡沫状液体。伤后早期镜下可见各级支气管壁水肿，肺间质充血水肿，肺泡间隔增厚，肺泡萎陷甚至完全闭塞。部分小血管腔内见中性粒细胞聚集，血管周围中性粒细胞浸润呈“袖套”样改变。伤后72～120h，水肿开始减轻，肺泡腔有所扩大。自然存活动物到120h以后逐渐恢复正常。

图7-2　大鼠烟雾吸入性损伤装置

（三）烟雾吸入性损伤模型与蒸汽吸入性损伤模型的区别

烟雾吸入性损伤模型不及蒸汽吸入性损伤模型稳定。首先是烟雾成分和浓度难以恒定。尽管发烟温度、发烟材料、驱入空气等进行了定量、定速，但燃烧速度不尽一致。如因气候不同，驱入空气的温度、湿度也不同；每批松木屑的成分并不完全一致，含油量也不等，致燃烧速度、发生烟雾的成分和浓度也不同。其次是烟箱内烟雾分布不均，使动物吸烟量有差别。另外，更重要的是动物在清醒状态自动吸烟，虽与实际情况比较相符，但因个体差异，呼吸频率和深浅不一，甚至出现反射性声门关闭、憋气等，导致吸烟量不等，伤情有差异。

（四）肺水肿和肺血管通透性的检测

1.重量分析法　将肺组织取出体外后，立即秤取肺湿重，再置烤箱内烤干至恒重后秤取肺干重，用Richiter公式[（湿重-干重）/湿重]计算肺水重量比（或百分比）。烤箱温度60～150℃，时间随温度高低而异，一般需16～72h，干燥至恒重。此法敏感性和准确度不如血管外肺水量（EVLW）。

2.血管外肺水量（EVLW）法　EVLW的基本方法是先将一定重量肺组织标本制成匀浆液，并在动物活杀前采适量血，立即秤取血液及肺匀浆液湿重。取部分匀浆液离心（3000r/min）30min，分别测定匀浆上清液和血液Hb含量和比重。其余匀浆液和血液干燥秤至恒重后分别秤其干重。计算方法如下：

方法一

肺血液重=匀浆Hb/血Hb×（肺干重+附加血量）×血比重/匀浆比重×1.055

肺血液水量=肺血液重×（血湿重-血干重）/血湿重

无血肺干重=肺干重-（肺血液重-肺血液水量）

EVLW=肺湿重-肺血液重-无血肺干重

方法二

肺血液重=肺匀浆重×匀浆Hb/血Hb×（匀浆湿重-匀浆干重）/匀浆湿重

肺血管外组织重量（PETW）=肺湿重-肺血液量

肺血管外水=100%×（匀浆湿重×匀浆含水%-肺血液重×血液含水%-附加水量）/PETW

EVLW=PETW×肺血管外水%

EVLW=TLW-肺血液重×血液校正因子

3.同位素示踪法　原理是将标记的白蛋白注射到动物血循环中，然后根据标记蛋白在脏器中的分布情况及其从全身血循环中排出的速度，判断局部和全身血管通透性的变化。基本方法是：实验前根据标记物的放射性活度，向静脉内准确注入一定量131I-白蛋白（家兔0.2～0.3μCi/100g体重，大鼠0.5～1.0μCi/100g体重）；活杀动物后取全血0.2ml、肺组织200mg，组织块加水1ml制成匀浆；将血液、匀浆液成分分别用液体闪烁计数器测定放射性。计算：肺血管通透性=（肺值/血值）×100%。注意事项：注入标记蛋白应准确，不能漏出血管外；取血时应避免溶血；若测定气管组织的通透性，取材时不能混有甲状腺组织。

4.肺淋巴流量测定法　已证明肺间质和肺泡液大部分注入肺淋巴系统，如果测定肺淋巴液流量，即可间接推知肺水量变化。目前收集肺淋巴液的方法主要有二，即非开胸右淋巴总管直接插管法和开胸直视插管法。非开胸法（Drinker法）技术操作极其困难，成功率很低，影响因素较多，该法收集的淋巴液并不是真正的肺淋巴液，其中混有来自心脏、纵隔和胸壁的部分淋巴液。

5.肺泡液体清除率（alveolar liquid clearance，ALC）法　采用柳琪林等的测定方法，简述如下。①手术准备：检测前1h，大鼠腹腔注射戊巴比妥钠（150mg/kg）。行气管切开插管，小动物呼吸机（Harvard Rodent Ventilator，Model 683）呼气末正压通气（PEEP 0.294kPa，1kPa=10.20cmH2O），呼吸频率60/min，潮气量10ml/kg，FiO21.0。PE50导管（Becton Dickinson，US）行右侧颈动脉插管，小动物血流动力学监测仪（CARDIOMAX Ⅱ，US）监测血压和心率，使血压稳定在100mmHg以下，心率300/min以下时开始灌注；②灌注液配制：含5%小牛血清的乳酸钠林格液加125-I-白蛋白（中国原子能科学研究院同位素研究所）和Evan’s蓝（1mg/ml）。移去呼吸机接头，用注射器将灌注液（10ml/kg，每只74kBq（1Ci=3.7×107kBq）和0.5ml空气迅速注入大鼠肺内，连接呼吸机，继续通气60min；③ALC测定：60min后放血活杀，完整取出全肺。将一只干燥的PE50导管经气管插到肺边缘部位，轻轻吸出肺泡内液体，盛于已经称重的200μl离心管内（L／10000g精密天平）。再次称量离心管重量，差值即为吸出液体量（Mf，mg）。γ计数仪（SN682型，上海）读取1min γ计数（Gf）。另取约100μl灌注液原液，同样方法测量原液的液体量（Mi，mg）和1min γ计数（Gi），按照公式计算ALC：

ALC（%）=[1-（Gi×Mf）/（Gf×Mi）]×100%

（胡　森）

参考文献

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