常用操作技术

第三节　常用操作技术

一、动物的捉拿与固定

（一）青蛙或蟾蜍

将动物背部贴紧左手手掌，拇指和食指分别压住左、右前肢，中指、无名指、小指压住其腹部和双后肢，使其固定（图3-1）。

在捉拿蟾蜍时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。

实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。

（二）小白鼠

右手抓住其尾，放在粗糙物（如鼠笼）上面，向后轻拉其尾；然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的无名指、小指和掌部夹住其尾固定在手上（图3-2）。腾出右手，进行其他操作。

另外，也可单手捉持，先用拇指和食指抓住小鼠尾巴，然后用小指、无名指和手掌压住尾根部，腾出的拇指、食指及中指抓住鼠的双耳及头颈部皮肤而固定。此法要求速度快，难度较大。

图3-1　蛙的捉拿固定

图3-2　小白鼠的捉拿固定

（三）大白鼠

大白鼠性烈，齿锋利，操作时要避免被大白鼠咬伤。用右手抓住鼠尾将其提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，左手戴防护手套或用厚布盖住鼠身，拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中（图3-3）。

若进行手术或解剖，则应事先将其麻醉或处死，然后固定在鼠板上，用棉线活结缚四肢及固定门齿。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

图3-3　大白鼠的捉拿固定

（四）豚鼠

豚鼠胆小易惊，因此抓取时要求快、稳、准。首先以右手拇指和食指从背部夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免使其窒息），然后左手抓住两后肢，使腹部朝上（图3-4）。

图3-4　豚鼠的捉拿固定

（五）家兔

家兔性驯良，易捕捉。右手抓住家兔颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。切忌强提兔耳或抓某一肢体。兔脚爪锐利，谨防抓伤。进行家兔耳血管注射或取血时，可用家兔盒固定。进行各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方法常采用仰卧位，四肢用粗棉线固定，头用家兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在家兔台头端铁柱上。

图3-5　家兔的正确捉拿方法

（六）狗

狗性情凶恶，咬人，因此首先要绑住狗嘴，绑狗嘴时可从侧面靠近，轻轻抚摸其背部皮毛，迅速用系了活扣的寸带兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌打第二个结，然后再将寸带引至后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适宜，注意上颌鼻腔的通畅，以防窒息发生。倘若此举不成，应用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再绑其嘴（图3-6）。

头部固定：固定狗头需用一特制的狗头固定器，狗头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一个弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。操作时先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在狗头的铁柱上即可。四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。

图3-6　捆绑狗嘴的方法及狗头钳

二、动物编号

进行动物实验时，要根据实验目的对实验动物进行分组，因此需要标记以示区别。良好的标记方法应满足清晰、耐久、简便、适用的要求。

常用的标记方法如下。

1.挂牌法

将号码烙压在圆形或方形的金属牌上（材质最好是铝或不锈钢，可长期使用），挂在动物颈部；或将号码烙在固定于动物颈部的皮带上。该法适用于狗等大型动物。

2.打号法

用刺数钳（又称耳号钳）将号码打在动物耳朵上。操作时先用酒精棉球擦净耳朵，然后用耳号钳刺上号码，最后将号码部位用棉球蘸上黑色碳素墨水（溶于食醋中）擦抹。该法适用于耳朵比较大的家兔、狗等动物。

3.针刺法

用七号或八号针头蘸取少量黑色碳素墨水，在动物耳部、前后肢、尾部等处刺入皮下，受刺部位将留有一黑色标记。此法适用于大白鼠、小白鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于家兔、狗等动物。

4.颜料涂擦被毛法

将带有颜色的化学药品涂擦于动物的被毛上。此法最为常用。

常用于颜料的化学药品如下。

红色：0.5%中性红或品红溶液。

黄色：3%～5%苦味酸水溶液。

黑色：煤焦油的酒精溶液。

咖啡色：2%硝酸银。

标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物身体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的一般原则是：先左后右，从上到下。如左前腿为1号，左侧腹部为2号，左后腿为3号，头顶部为4号，腰背部为5号，尾部为6号，右前腿为7号，右侧腹部为8号，右后腿为9号。若动物编号超过10或为更大数字时，可使用两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么头顶红色，右后腿黄色，则表示49号，余类推。

涂上编号的动物要等颜料干后再放回动物笼中，以免未干的颜料蹭到其他动物的身上而影响编号的准确性。该法适用于周期短的实验，因为时间长颜料易褪色，使实验分组混淆，影响实验结果。另外对于哺乳期的子畜此法不适用，因母畜容易咬死子畜或将颜料舔掉。

5.剪毛法

该法适用于大、中型动物，如狗、家兔等。方法是用剪毛剪在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。

6.打孔或剪缺口法

打孔或剪缺口法常用于家兔的相关实验。用打孔机在兔耳一定位置打一小孔表示一定的号码；或用剪子在兔耳相应位置剪一缺口，注意剪后用滑石粉捻一下，以免缺口愈合后看不出来。常在饲养大量动物时作为终身号使用。

三、动物被毛的去除

在实验过程中，由于动物的被毛常影响实验操作及实验结果的观察，因此动物被毛的去除是动物实验手术视野的皮肤准备之一。被毛去除的范围要大于手术视野，被毛去除的原则是不能损伤皮肤的完整性。常用的去除被毛的方法如下。

1.剪毛法

动物固定后，实验者左手拇指和食指抻平（绷紧）被剪部位的动物皮肤，右手使用弯头剪毛剪紧贴动物被毛的根部，依次将手术视野部位的被毛剪去，并用湿纱布擦去剪好部位留下的毛。剪下的毛集中放置于盛水的或有盖的容器内，防止到处飞扬而影响手术视野的清洁。不可用手指捏起动物被毛剪，这样很容易剪破皮肤。

2.拔毛法

拔毛法主要用于家兔耳缘静脉注射，大白鼠、小白鼠尾静脉注射。操作时用拇指、食指将注射局部被毛拔去即可，拔毛有刺激局部血管扩张的作用。

3.剃毛法

大动物慢性实验的手术时需剃毛。先用剪毛剪将需要剃毛部位的被毛粗剪一遍，再用刷子蘸温肥皂水，将此部位润湿，然后用剃刀顺被毛方向剃净被毛。

4.脱毛法

脱毛法是使用化学脱毛剂将实验动物的被毛去除的方法，适用于需无菌操作的手术视野处理、需要进行动物皮肤取材等。

适用于家兔、大白鼠、小白鼠等动物的脱毛剂如下所述。

（1）硫化钠3g、肥皂粉1g、淀粉7g，加水适量调成稀糊状。

（2）硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5mL、硼砂1g，加水75mL。

（3）硫化钠8g，溶于100mL水中。

适用于狗、猴等大动物的脱毛剂：硫化钠10g、生石灰15g，溶于100mL水中。

脱毛的方法是：首先用剪毛剪去除动物的被毛，要剪得尽量干净但绝对不能剪破皮肤。再用温水润湿需脱毛的部位，然后用棉棒蘸脱毛剂在局部涂抹一薄层，几分钟后用棉球蘸温水洗去脱落的被毛，自然晾干。若一次脱毛程度不够，可重复进行。

四、动物的给药途径和方法

在动物实验中，常需将药物注入动物体内以观察其对机体机能、代谢及形态结构的影响。给药途径可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。常用动物的给药途径和方法介绍如下。

（一）经口给药

有口服法和灌胃法两种方法。

1.口服法

口服给药是将某种药物放入动物的饲料或溶于饮水中，由动物自由摄取。该法的优点是操作简便，缺点是很难保证摄入药物剂量的准确性，导致动物个体间摄入的药量差异较大。

2.灌胃法

灌胃给药是借助灌胃器将药物直接灌入动物胃内的常用给药方法。因此，为保证剂量准确，推荐应用灌胃法。动物灌胃前一般应禁食4～8h。灌胃法适用于小白鼠、大白鼠、家兔、狗等动物。

（1）鼠类：鼠类的灌胃器由连着特殊灌胃针的注射器构成。操作时用左手固定鼠，使其头颈部充分伸直，但也不宜抓得过紧，以免窒息。右手持灌胃器，将针头小心自口角插入口腔，紧贴上腭，使口腔和食管成一直线后沿咽后壁慢慢插入食管。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管（图3-7）。

小白鼠的灌胃针由磨钝的注射针头（输血针头或小号腰穿针头）构成；大白鼠（豚鼠）的灌胃管为长6～8cm，直径1.2cm，尖端为球状的金属灌胃管。

图3-7　大白鼠或小白鼠的灌胃方法

一般当灌胃针插入小白鼠口腔3～4cm，大白鼠或豚鼠口腔4～6cm后即可将药物注入。常用的灌胃量小白鼠为0.2～1mL，大白鼠为1～4mL，豚鼠为1～5mL。

（2）家兔、狗等：此类动物灌胃要借助开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器放入动物口中。开口器要依动物的口腔大小而定，如狗的开口器可用木料制成，长10～15cm，粗细应适合狗嘴，为2～3cm，中间开一适合灌胃管通过的圆孔。家兔的开口器是2cm×2cm×10cm的木片或竹片，呈纺锤形，正中垂直开一圆孔。灌胃时将开口器横放到动物的上下门齿之间，并用绳将其固定于嘴部，保证舌位于开口器之下，然后将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经开口器上的小圆孔插入，沿咽后壁进入食管。为避免误入气管，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，若有气泡从导管口逸出，提示误入气管，应拔出重插；如无气泡逸出，说明导管在食管中，即可将药液注入，然后以少量清水冲洗残留管内的药液，再拔出导管。

各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小白鼠为0.5～1.0mL，大白鼠、豚鼠为4～7 mL，家兔为80～150mL，狗为200～500mL。

（二）注射给药

1.皮下注射

皮下注射给药是将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。注射时，常规消毒，用左手拇指和食指提起皮肤，右手持注射器，注射针头取一钝角角度刺入皮下，如针头易摆动则说明已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，即可缓慢地将药液注入。拔针时左手拇指、食指捏住进针部位片刻，以防止药液外漏。皮下注射部位的选择：一般小白鼠选择在背部；大白鼠选择在背部及大腿部；豚鼠选择在后大腿内侧或肩部；家兔选择在背部或耳根部；狗多选择在大腿外侧；蛙选择在脊背部淋巴腔。

2.皮内注射

皮内注射给药是将药液注入皮肤表皮与真皮之间。操作时首先将注射部位被毛去除，常规消毒，然后用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，右手持连接小针头的注射器，在两指之间，紧贴皮肤表层刺入皮内，向上挑起并再稍刺入后注射药液，此时皮肤表面可见一白色小皮丘。局部麻醉常采用皮内注射，另外也可用于接种、过敏实验等。

3.肌内注射

多选择肌肉发达（如臀部或股部）且无大血管通过的部位。注射时注射器与注射部位成60°角，迅速将针头刺入肌肉，回抽无血液，即可将药液注入。

4.腹腔注射

腹腔注射是大白鼠或小白鼠常用的给药方法。操作时左手固定动物，腹部向上，头略低于尾部（目的是防止伤及内脏），右手将注射针头自左或右下腹部刺入皮下，针头向前推0.5～1.0cm后，再以45°角穿过腹肌，固定针头，即可缓缓注入药液（图3-8）。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部腹白线离开1cm处。

5.静脉注射

（1）狗：狗静脉注射多选用前肢内侧头静脉（图3-9）或后肢小隐静脉（图3-10）。操作时宜两人配合，一人将绑住嘴的狗侧卧，另一人首先剪去注射部位的被毛，然后用胶带扎紧静脉近心端，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行刺入血管，待有回血，固定针头，松开胶带，徐徐注入药液。

图3-8　大白鼠或小白鼠腹腔注射方法

图3-9　狗前肢内侧头静脉注射方法

图3-10　狗后肢小隐静脉注射方法

（2）家兔：家兔耳部血管分布清晰。动脉位于中央，静脉位于耳缘。一般选用外侧耳缘静脉（图3-11），内缘静脉深不易固定，故不用。注射前先拔去注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定静脉的远心端，右手持注射器连小号针头尽量从静脉的远心端刺入，见有回血后用左手拇指固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图3-12）。注射完毕，拔出针头并用手压迫针眼片刻。成功注入血管的标志是推注无阻力，血液被药液冲走。如注入皮下或血管被刺穿，则推注阻力大，并见耳壳肿胀。

图3-11　家兔耳血管分布

图3-12　家兔耳缘静脉注射方法

（3）小鼠和大鼠：一般采用尾静脉注射。鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射前先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾露出，大白鼠由于尾部角鳞较多，需先刮去。将尾部在45～50℃热水中浸泡半分钟或用酒精擦拭，在扩张血管的同时，可使表皮角质软化。用左手拇指和食指捏住鼠尾根部，再以无名指和小指夹住鼠尾末端，中指从下方托起鼠尾固定，右手持注射器连小号细针头，使针头与静脉平行（小于30°角），从鼠尾下1/4处进针（距鼠尾尖2～3cm），此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入；否则局部发白隆起，应拔出针头再移向前方静脉部位重新穿刺。注射完毕将鼠尾向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向鼠尾根部方向移动注射。

（4）蛙类：将蛙脑脊髓破坏后仰卧位固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌翻转，可见腹静脉紧贴腹壁肌肉下行，将针刺入即可（图3-13）。

6.淋巴囊注射

蛙类皮下有数个淋巴囊，是给药的常用途径。注射时从口腔底部刺入肌层，再进入胸皮下淋巴囊注药，抽针后药液才不易流出（图3-14）。

图3-13　蛙类腹静脉注射方法

图3-14　蛙类淋巴囊注射方法

此外，根据实验内容和目的的不同还可采取呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延髓池给药、直肠内给药、关节腔内给药等多种方法。

五、动物的麻醉方法

动物实验中麻醉的目的是消除手术所致的疼痛和不适感觉，使动物安静；并可以减轻手术动物发生的全身应激反应，确保实验的顺利进行和实验结果的准确性。动物实验的麻醉方法分为局部麻醉和全身麻醉，可根据实验要求选择。

（一）局部麻醉

使用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。局部麻醉的特点是实验动物保持清醒，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少，更接近于生理状态，因此是一种比较安全的麻醉方法。其适用于大中型动物各种短时间内的实验。常用的局部麻醉药是1%普鲁卡因。局部麻醉的操作方法有表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干（丛）阻滞麻醉等。教学实验常用的局部麻醉方法是局部浸润麻醉，即沿手术切口逐层注射麻醉药，靠药液的张力弥散，浸入组织，麻醉感觉神经末梢。在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，然后循切口方向将针头全刺入皮下（不可进入肌肉），回抽一下针筒芯，无血液回流方可注入麻醉药，避免将麻醉药误注入血管。推注麻醉药时应边注射边将针头向外拉出，第二针可从第一针的浸润区末端开始，直至手术切口范围被麻醉药完全浸润为止。

（二）全身麻醉

麻醉药经呼吸道吸入或静脉、腹腔注射，产生中枢神经系统抑制，称为全身麻醉。全身麻醉后，动物神志消失，卧倒不动，肌肉松弛，呼吸深、慢，角膜反射迟钝，瞳孔缩小至原来的1/4。全身麻醉的特点是抑制程度的深浅与药物在血液中的浓度有关，当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后，动物逐渐清醒，不留后遗症。

全身麻醉所用的麻醉药分为吸入麻醉和注射麻醉两类。

1.吸入麻醉

麻醉药以蒸汽或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉者，称为吸入麻醉。常用的麻醉药是乙醚，其特点是易于调节麻醉的深度和较快的终止麻醉。乙醚吸入多用于小白鼠、大白鼠和豚鼠。适用于时间较短的手术或实验。具体方法是：将动物放入干燥器或倒扣的烧杯中，内置浸有乙醚的棉球或纱布团，动物吸入乙醚后不久，出现异常兴奋，不停挣扎，渐渐地由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢，四肢紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，提示动物已进入麻醉状态。由于乙醚作用时间短，为维持麻醉必要时可将浸有乙醚的棉球装入小瓶内，置于动物的鼻部。

注意：乙醚易燃、易爆，并容易挥发，因此，实验室内要严禁明火，通风，并做好实验操作人员的防护。

2.注射麻醉

常采用静脉注射或腹腔注射给药。一般小白鼠、大白鼠和豚鼠采用腹腔注射；狗、家兔等既可腹腔注射又可静脉注射。在麻醉兴奋期出现时，动物常挣扎不安，因此为防止注射针滑脱，可先用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔给药或静脉给药进行麻醉。

静脉注射麻醉作用发生快，但也容易造成麻醉过量，故注射前1/3的药量时速度可稍快，后2/3的量注射速度要减慢，并密切观察动物生命体征的变化。腹腔注射操作简单，但麻醉作用生效较慢，并且麻醉深度不易控制。

由于各麻醉药作用时间长短以及毒性的差别，在进行腹腔麻醉和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量（表3-4）。

表3-4　常用注射麻醉药的用法和剂量

3.麻醉时的注意事项

由于不同麻醉药作用时间不同、毒性差别很大，受试动物个体对麻醉药的敏感性、耐受性不同，因此在麻醉过程中除严格遵守麻醉的一般原则（麻醉药浓度、用药剂量、注射速度等）外，还应注意以下几点。

（1）在麻醉过程中，随时检查动物的反应，尤其是静脉注射速度必须缓慢，绝不可将按体重计算出的用量一次性匆忙注入。当肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应明显减弱或消失时，立即停止注射。如果全麻过深导致呼吸停止，应立即进行人工呼吸。可用手有节奏地压迫和放松胸廓，或推压腹腔脏器使膈肌上下移动，以保证肺通气。也可行气管切开插入气管插管，连接人工呼吸机。同时，还可注射清醒剂，如咖啡因（1mg/kg）、尼可刹米（2～5mg/kg）或山梗菜碱（0.3～1mg/kg）。心跳停止时可进行心外按摩，注射温热肾上腺素。如果全麻过浅导致动物提前苏醒，可追加麻醉药，但每次追加剂量不宜超过总量的1/5。

（2）麻醉药配制的浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急。但也不能过低，以免增加注入药液的体积。

（3）动物在麻醉期体温调节机能被抑制，出现体温下降，会影响实验结果的准确性，因此要采取保温措施，如实验桌内装灯、电褥以及采用台灯照射等。

（4）在寒冷季节进行慢性实验时，麻醉药在注射前应加热至动物体温水平。

六、动物的取血方法

血液常被比喻为观察内环境的窗口，采集血液样本是实验研究的重要环节之一。因此掌握正确的取血方法很有必要。下面介绍常用实验动物的取血方法。

（一）狗

1.后肢小隐静脉或前肢内侧头静脉取血

狗的后肢小隐静脉，位于后肢胫部下1/3外侧的浅表皮下，由前斜向后上方走行。前肢内侧头静脉，位于前肢前部，在下1/3处向内侧走行。采血时，将狗固定，用胶带扎住欲穿刺部位的上方，使静脉充盈；操作者手持注射器，与血管成45°角刺入，顺着血管轻轻向上，并回抽针栓，如成功进入血管，则血液流入注射器，达到所需血量后拔出针头，用干棉球压迫止血。取血的进针部位应从远端开始，如果一次取血失败，则可继续向近心端选择进针部位。

2.颈外静脉或颈总动脉取血

常用于需多次取血或同时进行手术观察其他项目的实验。狗麻醉后固定，固定时将颈部尽量后仰，手术分离颈外静脉或颈总动脉，插管取血。为保证多次顺利取血，每次取血完毕，用0.1%肝素生理盐水充满插管，并于下次取血时将其排净。也可直接用注射器针头向颈外静脉的头侧或颈总动脉的近心端刺入取血，取血后注意止血。

3.股动脉或股静脉取血

狗麻醉后固定，股部尽量伸展，暴露腹股沟，手术分离股动脉或股静脉，插管取血。也可直接穿刺取血，但取血后需较长时间压迫止血。

4.心脏取血

狗麻醉后前肢在背后交叉固定于手术台上，暴露胸部，剪去左胸3～5肋间被毛，局部消毒，触摸心搏动最明显处，避开肋骨将注射器针头垂直刺入心脏，当针头进入到心脏时，即感觉针头在随心脏搏动，有血液自动涌入注射器，一次可采血20mL左右。此法技术要求较高，不容易成功，除非有特殊要求，一般不推荐使用。

（二）家兔

1.耳部取血

可选择耳缘静脉或耳中央动脉。首先拔去血管表面的被毛，轻揉兔耳或用酒精涂抹皮肤使血管扩张。用注射器针头刺破耳缘静脉或中央动脉取血。取血不多时也可用针头或刀片直接刺破血管让血液自然流出，收集于容器中。取血后用棉球压迫局部止血。

注意：中央动脉容易发生痉挛收缩，故应充分扩张后取血。

2.大血管取血

大血管取血包括颈外静脉、颈总动脉、股静脉及股动脉。方法同狗的上述部位取血。

3.心脏取血

方法同狗心脏取血。

（三）小白鼠、大白鼠

1.尾部取血

尾部取血有针刺尾静脉和剪尾尖两种方法。

（1）针刺尾静脉：先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。

（2）剪尾尖：将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45～50℃热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血液即从断端流出。

2.眶后静脉丛取血

准备10cm长玻璃管（一端烧制拉成直径1～1.5mm的毛细管），事先充入1%肝素生理盐水溶液浸润内壁并烤干备用。取血时，左手抓住鼠两耳之间的皮肤使头固定，轻轻压迫颈部两侧，阻断头部静脉血液回流，使眼球充分外突，眶后静脉丛充血。右手持毛细管，将其插入内眦部，向眼底方向移动，并向下捻动，小白鼠刺入2～3mm、大白鼠刺入4～5mm可达眶后静脉丛，稍加吸引，血可流入毛细管，达所需血量后拔出毛细管，放松左手。为防止穿刺孔出血，可用纱布压迫眼球止血。这种办法小白鼠一次可采血0.1～0.3mL，大白鼠可采血0.5～1mL。除用毛细管外，也可用带有7号针头的1mL注射器取血。

3.大血管取血

可选择颈动（静）脉、股动（静）脉、腹主动脉等部位取血。动物需麻醉后固定，手术分离血管，插管或用注射器取血。具体方法见狗或家兔取血。

4.心脏取血

适用于取血量较大时，方法同狗心脏取血，但所用针头要稍短。

5.断头取血

需血量大，且不需动物存活时采用此法。最好两人配合操作，采血者用左手将小（大）白鼠的头颈部握紧，右手抓住躯干和后肢，将颈部暴露。助手用剪刀将鼠颈剪断，采血者迅速将小（大）白鼠倒置，让血液滴入容器内。注意防止动物毛等杂物混入容器引起溶血。此法小白鼠可取血0.8～1.2mL，大白鼠可取血5～10mL。

（四）豚鼠

1.耳缘剪口取血

将耳消毒后，用锐器割破耳缘，在切口边缘涂抹1%肝素或20%枸橼酸钠溶液防止血凝，血液可自切口自动流出，用吸管吸取血液或让血液直接滴入盛器。取血后压迫止血。此法可取血0.5mL左右。

2.心脏取血

方法同狗心脏取血，也可将动物麻醉后开胸直接心脏取血。

注意：如需要抗凝血样时，应事先在注射器或毛细管内加入适量抗凝剂，如枸橼酸钠或肝素，使其均匀浸润注射器或毛细管内壁，烘干备用。

七、急性动物实验的常用手术

（一）基本操作技术

1.切开

根据实验要求确定手术切口的部位及大小，剪去被毛，必要时皮肤消毒。切开时先用左手撑平皮肤，右手持手术刀，刀刃与皮肤垂直，用力得当，要求一次切开皮肤全层，切口整齐笔直。切开皮肤后，要按解剖层次逐层钝性分离组织（不能用刀切），并注意止血。

2.止血

止血是手术操作中的重要环节。直接关系到手术的成败和实验结果的准确。常用的止血方法有如下几项。

（1）预防性止血：根据需要术前1～2h内使用能提高血液凝固性的药物，以减少术中出血。常用的预防性止血药有10%氯化钙溶液、10%氯化钠溶液。局部麻醉时，在局麻药中配以肾上腺素，收缩局部血管，达到减少手术部位出血的目的。在进行四肢末梢、阴茎、尾部手术时，可在手术部位的上方缠以止血带，待手术部位彻底止血后再松开。

（2）术中止血：①压迫止血：手术中如少量出血，一般先用无菌纱布或拧干的温热盐水纱布按压片刻，切勿用干纱布擦拭，以减少组织损伤。②钳夹止血：用止血钳与血流方向垂直夹住出血点或血管断端，停留一段时间后取下止血钳。③结扎止血：常用于压迫止血、钳夹止血无效或较大血管的出血。出血位置用纱布压迫蘸吸后，用止血钳夹准、夹牢出血部位，但尽量少夹周围组织，再用丝线结扎止血。④烧烙止血：以烧热的烙铁灼烧血管的断端，可使血液迅速凝固。常用于狗等大动物的术中止血。⑤药物止血：当内脏出血时，先用纱布吸净积血，然后将止血药（云南白药、凝血酶等）涂撒在创面上，稍加压5～10s即可止血。术中止血必须做到准确、迅速、可靠。

3.结扎

结扎是手术操作中的一项基本技术，如止血、缝合、动静脉插管及气管插管的固定等都离不开结扎。结扎技术的关键点是打结，具体介绍如下。

（1）结的种类（图3-15）：①方结（平结）：是最基本的结，由两个方向相反的单结组成，此结结扎较牢，不易滑脱。②外科结：打第一个单结时绕线两次，由于增加了摩擦面，第二个单结不会因组织张力而松动，因此此结牢固，但操作稍复杂。③三重结：在方结的基础上再加一个与第二单结相反（与第一单结相同）的结，用于较大血管的结扎及重要组织的缝合。④假结和滑结：打第二结时动作与第一结相同，即为假结；打方结时两手用力不够，将一个线头拉紧或紧线方向错误可产生滑结。在实验中要避免使用假结和滑结。

图3-15　结的种类

（2）打结法：打结方法有手打结和器械打结两种（图3-16、图3-17）。手打结为最可靠的打结法，适用于深部及大血管的结扎。器械打结（如持针器、止血钳、镊子等）适用于结扎线过短或太深部位的结扎。结扎时，先竖起止血钳，将结扎线绕过钳夹点之下，再将钳放平后钳尖稍翘起，打第一个结时，边扎紧边轻轻松开止血钳，再打第二个结。

图3-16　手打结

图3-17　器械打结

4.组织分离

手术切口切开后，通过组织分离可充分显露深部组织，找到实验所需的血管、神经或需要切除的病灶。组织分离的方法有以下两种。

（1）锐性分离法：使用刀、剪等锐性器械直接切割。该法用于皮肤、黏膜及较坚韧的组织（如腹白线）。没有血管的皮下组织筋膜亦可用此法。

（2）钝性分离法：使用刀柄、止血钳、剥离器或手指等进行分离。肌肉、神经、血管、结缔组织等的分离常采用此方法。

①肌肉组织的分离：肌肉与肌肉之间、肌肉与其他组织之间，顺肌纤维方向做钝性分离。肌肉组织内含丰富小血管，如需切断，应用止血钳两边钳夹，结扎后方可切断。

②血管的分离：大的血管可用止血钳顺其走向小心分离，并避开血管的分支，如果避不开则需将分支双重钳夹结扎后再继续分离。小的血管用玻璃分针小心分离。

③神经的分离：顺神经走向用玻璃分针小心分离。需注意的是一定要确保玻璃分针的完好，以免损伤神经，影响实验结果。

④结缔组织的分离：将止血钳插入结缔组织内撑开，分离时，应慢慢地分层，由浅入深，避开血管。若需用锐器，则先用两把止血钳作双重钳夹（有时甚至结扎），再在两钳之间切断。

5.缝合

缝合方法很多，归纳起来主要有间断缝合、连续缝合、毯边缝合（图3-18），还有减张缝合、褥式缝合、荷包缝合和“8”字形缝合等。间断缝合一般组织均可采用；连续缝合常用于腹膜及胃肠道的缝合，较快且可止血；毯边缝合常用于皮片移植缝合、胃肠吻合时缝合后壁全层等，此种缝合边缘对合整齐，并有一定止血作用；减张缝合常用于缝合皮肤，可与其他缝合并用，其特点是缝线的进出孔距创缘较远（2～4cm），或在打结前装上纱布圆枕，以减少组织张力，防止组织被缝线撕裂；褥式缝合常用于胃肠道、血管等处的缝合；荷包缝合常用于缝合胃肠道小穿孔及包埋阑尾残端等；“8”字形缝合常用于缝合筋膜、腱膜、肌肉等。

图3-18　缝合法

缝合前，一方面应彻底止血，另一方面要清除待缝合腔内异物、凝血块及坏死组织等。缝针的入孔和出孔要对称，距创缘0.5～1cm。缝线松紧适宜。打结要集中于创缘的同一侧。必要时考虑作减张缝合和留排液孔。必须遵守无菌操作原则进行缝合。外部创口缝合一定时间后（7～14d），需将缝线拆除。根据创口愈合情况，决定分次拆线或一次性拆线。拆线时也需遵守无菌操作原则，并注意拆线的方法。

（二）基本手术

急性动物实验中常以血压、呼吸等为观察指标，以静脉注射、放血、取血等为实验方法。因此常需进行曝露气管，分离血管、神经，插管等操作，现分述如下。

1.颈部手术

（1）气管插管术：气管插管主要用于动物的辅助呼吸及呼吸的描记等。将动物麻醉后仰卧位固定（家兔可先固定后在颈部施以局麻），颈部剪毛，用手术刀自甲状软骨下缘，做颈正中皮肤切口，下达胸骨上缘，暴露胸骨舌骨肌。也可直接用剪刀沿颈正中线剪开。皮肤切开后用组织钳将两侧皮肤夹住，充分暴露视野，止血钳插入胸骨舌骨肌之间，顺着肌纤维作钝性分离（也可用两食指分离），即可看到气管。注意止血钳不可插得太深，以免损伤小血管。暴露气管约5cm，用弯头血管钳将气管与背后的结缔组织分开，穿线备用。用手术刀或手术剪在甲状软骨下1～2cm处的两气管软骨环之间做一倒“T”形切口，切口不宜大于气管直径的1/3。如气管内有血液或分泌物，先用小棉球揩尽，以保证呼吸道通畅。然后用镊子夹住切口一角，向胸端插入适当口径的气管插管，用已备好的线迅速结扎，并将结扎线固定于气管插管的侧管上，以免脱落。

（2）颈总动脉插管术：在急性动物实验中，颈总动脉插管主要用作测量动脉血压或放血。颈总动脉位于气管两侧稍深的位置。与气管插管相同的方法切开颈部正中皮肤，切口长度视实验需要而定。用皮钳夹住切口一侧的皮肤和组织，左手抓住皮钳，食指从下面托起，使气管旁组织外翻，右手持蚊式钳分开斜行的胸锁乳突肌，即可见到血管神经鞘（内有颈总动脉、迷走神经、交感神经）。顺血管神经的走向小心分离鞘膜，其中呈粉红色、手指触之有搏动感的即为颈总动脉。操作时应注意颈总动脉在甲状腺附近有一较大的侧支，为甲状腺前动脉，分离时勿将其切断。为了便于插管或作颈总动脉加压反射等操作，颈总动脉应尽量分离得长些（大白鼠、豚鼠2～3cm，兔3～4cm，狗4～5cm）。在分离好的颈总动脉下穿两根线备用，远心端的线结扎，近心端的线打一活结并在其下方用动脉夹夹住血管。在两结扎线之间用小指或眼科镊托起分离好的颈总动脉，用锋利的眼科剪以45°角在动脉向心方向剪一斜口，约为管径的1/3或1/2，插入充满肝素生理盐水的动脉插管（可用玻璃动脉插管，也可用塑料管拉制而成），用位于近心端事先打好活结的线结扎固定插管尖端，并将结扎线进一步固定在动脉插管的小突起处或塑料管上。上述操作确认无误后，连接好描记装置并松开动脉夹。

（3）颈外静脉插管术：在急性动物实验中，颈外静脉插管术常用于注射各种药物、取血、输液和测量中心静脉压。颈外静脉位于颈部皮下胸骨乳突肌的外缘（位置很浅）。正中切开颈部皮肤后，左手食指、中指将一侧皮肤从外面向上顶起，即可在皮下看到呈暗红色、粗大壁薄的颈外静脉。沿血管走行方向钝性分离出3～4cm的血管，其下穿两根线备用。插管方法同颈总动脉。颈外静脉插管为塑料管或硅胶管，插入端剪成斜面，其内充满肝素生理盐水，并排净空气。如果观察中心静脉压则插管必须从颈外静脉徐徐向内插入右心房口（兔5～6cm，狗10～15cm），此时可从中心静脉压检测仪上观察到液面随呼吸上下波动，用备好的线结扎固定导管。如果用作注射、输液等，导管一般送入2～3cm即可。

（4）颈部迷走神经、交感神经、减压神经和膈神经分离术：迷走神经和交感神经位于颈部血管神经鞘内。在家兔与颈总动脉伴行的最粗者即为迷走神经，呈白色；较细者为颈部交感神经干，呈灰白色，交感神经干有到心脏去的分支；最细者为减压神经，属于传入神经，其神经末梢分布在主动脉弓血管壁内。减压神经一般介于迷走神经和交感神经之间，但其位置常有变异，且变异率很大。在狗的颈总动脉背侧仅见一粗大的神经干，称为迷走交感神经干。迷走神经的结状神经节与交感神经的颈前神经节相邻。迷走神经于第一颈椎下面进入颈部，与交感神经干紧靠而行并被一总鞘所包，联合而成迷走交感神经干。神经的分离与血管类似，即用玻璃分针小心地分离，并穿线备用。减压神经较细，极易受损伤，分离时要格外注意。如减压神经成功分离，在连上引导电极及记录装置后可观察到先大后小的三角形群集放电波形，从监听器还可听到开火车样的声音。

分离膈神经时，切开颈部皮肤，用止血钳轻轻将颈外静脉和胸骨乳突肌向深处分离，当达到气管边缘时，可见沿后外方走行的较粗的臂丛神经，其内侧有一条较细的神经，约在颈部下1/5处横跨臂丛神经并与之交叉，向内后走行，即为膈神经，用玻璃分针小心地将膈神经分出1～2cm，下穿用生理盐水湿润的线备用。如需在实验中记录电位，可小心剥去神经干周围的结缔组织膜，可以提高记录电位的幅度。同样，膈神经成功分离，经引导电极可观察到群集放电波形，从监听器可听到与呼吸运动节律相同的声音。

迷走神经的分离主要用于观察心血管运动的神经调节；减压神经、膈神经的分离主要在于观察神经放电。

2.腹部手术

腹部手术主要有输尿管插管术、十二指肠插管术及肝切除术等。

（1）输尿管插管术：输尿管插管主要用于观察尿液质和量的变化。将动物麻醉，仰卧位固定，剪去中下腹部被毛。做耻骨联合上缘向上的下腹部正中切口，家兔长4～5cm，狗长7～8cm。用手术剪沿腹白线剪开腹壁及腹膜，注意勿伤及腹腔内器官。找到膀胱，并将其翻出腹外，在膀胱底部两侧找到呈灰白色、条索状、质硬的输尿管。注意术中用温热纱布覆盖手术视野，以保持腹腔内温度与湿度。找到输尿管后，分开周围软组织，在输尿管靠近膀胱处穿线备用，小指托起输尿管，用眼科剪在其上剪一斜口（约为输尿管直径的1/2），向肾脏方向插入充满生理盐水的导尿管，并用备用线固定，防止滑脱。若插管成功可见管内有尿液慢慢流出。插管动作要轻柔，防止出血。雄性动物要注意区别输尿管和输精管。

（2）十二指肠插管术及肝切除术：见相关实验。

3.股部手术

股部手术主要集中在股三角区。股三角区由外至内依次为股神经、股动脉、股静脉，处于一层深筋膜之下。可用蚊式止血钳在耻骨肌与缝匠肌交点处小心地沿缝匠肌后部内侧缘分离，并将缝匠肌后部轻轻向外拉开，即可见其下方深筋膜包围着的血管神经束。

（1）股动脉插管术：仔细分离包围血管神经束的深筋膜，暴露股动脉（搏动感）3～4cm，下穿两根线，远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，向心方向剪一斜口，插入充满肝素生理盐水的股动脉插管，然后结扎并固定。股动脉插管可供放血和测量动脉血压。

（2）股静脉插管术：方法同股动脉插管术。股静脉插管的用途是输血、输液、采血、给药等。输血、输液时注意排空管道内的空气，多次采血时注意抗凝。

4.胸部手术

胸部手术主要用于涉及心脏的实验研究。由于家兔左、右两侧胸腔不通，心脏又在两侧胸腔之外的纵隔中，所以很多心脏实验都用家兔做实验动物。

家兔仰卧位固定、胸部正中剪毛、注射局麻药；由胸骨柄窝上方1cm向胸骨柄正中做5～6cm皮肤切口；分离胸骨柄窝上方的颈阔肌，分离不宜过深，以免损伤静脉，分离方向紧贴胸骨柄下缘；用粗剪刀沿胸骨柄正中剪开，注意若偏离正中易剪破胸膜；最后用粗棉线穿过切开的胸骨柄牵引扩张，充分暴露心脏。在剪胸骨柄时，注意剪刀要向上挑起，避免剪破胸膜；手术中应尽量减少出血，如出血较多时，先用止血钳将出血点夹住，再用线结扎止血。

八、教学实验常用观察指标及其测量记录

（一）体重

体重是动物实验的基本观察指标之一。依据动物大小监测体重可选用体重秤、婴儿秤和天平；体重单位为kg（狗、家兔），g（小白鼠、大白鼠）。慢性实验时，大动物应每隔7～10d称量一次，实验期不长时或估计体重变化较快时应2～3d称量一次。小动物最好每天称量体重一次。

1.狗

称量狗体重时体重秤盘上放一块较宽的木板，驯服的狗可站在上面称重，否则先将狗嘴及四肢绑好，再放在木板上称重。记下读数，减去木板重量，即为狗的体重。

2.家兔

直接放在婴儿秤上，读数即可。

3.小白鼠和大白鼠

使用不同量程的天平（小白鼠100g，大白鼠500～1000g）称量。先将天平调整到零点，然后动物放在左盘，右盘放砝码，直至指针指到零点。称量时常将动物放在鼠笼内进行，所以记录的动物体重要减去鼠笼的重量。

（二）体温

家兔是体温相关实验的常用动物。测温前先固定好动物，用少许凡士林润滑数字体温计探头，由肛门插入直肠内3～5cm，10s后即可记录体温。

测量体温的注意事项。

（1）每天测量体温的时间、每次测温的时间长度要大致相同。

（2）每次测温后，检查肛门及体温计探头有无血迹，注意避免损伤动物肠壁。

（3）注意环境温度对动物体温的影响。

（三）心率

心率是动物实验的常规检测指标，可判断心脏及血液循环状况，甚至可以判断动物疾病的转归及预后。可通过动脉插管连接二道（或四道）生理记录仪，在记录血压的同时，计算出心率。

（四）动脉血压

血压是指血管内流动的血液对于单位面积血管壁的侧压力，也即压强，最常用的是动脉血压。动脉血压的测定是将动脉插管一端插入动脉（常用颈总动脉、其次用股动脉），另一端连接压力换能器，通过压力换能器将压强能的变化转变成电能的变化，并在生理记录仪或BL-420生物机能实验系统精确记录心动周期中各瞬间的血压数值，包括收缩压、舒张压。注意插入血管的动脉插管内要预先充满肝素生理盐水；插管时慎防出血或滑脱。

（五）呼吸

呼吸的测定内容包括频率、幅度及节律。动物固定后，在呼吸运动最明显处（常为剑突部位）以弯针穿线，固定于张力传感器上，连接生理记录仪或BL-420生物机能实验系统，调整好松紧程度即可描记呼吸曲线。

（六）中心静脉压

从右侧颈外静脉插入充满肝素生理盐水的静脉插管（静脉插管由三通管连接输液瓶和水检压计），达上腔静脉近右心房入口处（锁骨下1～2cm，插入长度5～6cm，或遇到阻力后回抽1～2cm）。在测压前，通过三通管开关先将水检压计充满。测压时通过三通管开关阻断输液瓶通路，而使水检压计和静脉插管相通。此时，可见水检压计液面除有随呼吸频率上下较大的波动外，还可见液面有较小的随心跳频率一致的颤动（这是判断插管尖是否抵达所需位置的标志，否则应调整插管位置），待液面稳定后读数。

测定中心静脉压时注意：①水检压计上“0”刻度处应与被测动物心房水平一致；②不测压时，应用三通管开关阻断水检压计通道，使静脉插管和输液瓶相通，缓慢输入生理盐水（5～10滴/分），以保持静脉通畅。

（七）胸膜腔压力

胸膜腔压力（简称胸内压）可用“U”形管水检压计测定。水检压计与特制的胸内导管连接。在狗或家兔右胸腋前线的4～5肋骨之间，沿肋骨上缘做一2cm左右的皮肤切口。将胸内套管的尖端从肋间隙插入胸膜腔，迅速旋转90°并向外牵引，使套管尖端的后缘紧贴胸廓内壁。将套管的长方形固定片同肋骨方向垂直，旋紧螺丝，密封胸膜腔。此时“U”形水检压计的水柱液面下降至插管前水平（0cm）以下，并随呼吸运动上下波动，提示胸内压力低于外界大气压，待呼吸平稳后直接从水检压计刻度上读数记录胸膜腔压力，以cmH₂O为单位。

九、实验动物的处死方法

实验结束后，不需继续观察的动物要处死。此外，迅速繁殖的动物、患病的动物等也要处死。出于对动物的仁爱之心，应尽量减少动物死亡过程的痛苦，以死亡时间短、挣扎少、脏器细胞改变小为原则。常见处死动物的方法有如下几种。

（一）暴力法

1.打击法

用手提起鼠（如小白鼠、大白鼠、豚鼠）尾，头朝下用力摔打，使动物头部碰地可立即死亡。豚鼠或家兔也可用木棒或木锤等击打其头部致死。

2.颈椎脱臼法

颈椎脱臼法是处死小白鼠最常用的方法。左手拇指与食指按住鼠头，右手抓住鼠尾用力向后拉，使颈椎脱臼、脊髓断开，动物可立即死亡。

3.断头法

断头法适用于小白鼠、大白鼠。给小白鼠断头时，用左手拇指和食指夹住小白鼠的肩胛部，右手持剪刀迅速将头剪掉。给大白鼠断头时，最好两人配合，一人戴棉纱手套，右手握住头部，左手握住背部，露出颈部，另一人持剪刀在颈部将头剪掉。

4.破坏脑脊髓法

其适用于青蛙和蟾蜍。左手握住动物，背部朝上，拇指按压背部，食指按压头部前端，使头前俯，右手持金属探针刺入枕骨大孔（可触及凹陷），进入枕骨大孔后将探针尖端转向头端探入颅脑，各方搅动，以捣毁脑组织；再将探针尖端转向尾端，与脊柱平行刺入椎管，以破坏脊髓。待动物的四肢肌肉完全松弛后拔出探针，用干棉球将针孔堵住。如处死的是蟾蜍，在操作时要防止毒腺分泌物射入眼内。如不慎溅入，立即用大量生理盐水冲洗眼睛。

（二）放血法

大、小动物都可用此种方法处死：①通过心脏穿刺一次性抽取大量血液，动物可迅速死亡；②通过颈总动脉、股动脉放血，短时间内大量失血而致死；③小白鼠摘除眼球也可因大量失血致死。

（三）空气栓塞法

从静脉注入一定量空气，空气在右心随心脏跳动与血液相混致血液成泡沫状，随血流循环到全身，阻塞肺动脉、冠状动脉等，造成血液循环障碍而致死。一般家兔需注入20～40mL空气，狗需注入80～150mL空气。空气栓塞法是最常用的动物处死方法之一。

（四）开放性气胸法

动物麻醉后，在其胸壁剪口，造成开放性气胸，此时胸膜腔的压力与大气压力相等，肺脏因受大气压缩发生萎陷，纵隔摆动，动物窒息而亡。

（五）化学药物致死法

适用于各种动物。最常用的是静脉注射氯化钾溶液，通过高钾血症使动物心肌失去收缩能力，心跳停止而死亡。成年家兔需静脉注射10%氯化钾溶液5～10mL；成年狗需静脉注射20～30mL。此外，也可静脉注射福尔马林溶液、过量的麻醉药等处死动物。

实验中正常死亡的动物，如失血过多、创伤等，以及实验后处死的动物应装入垃圾袋并交学校动物中心处理。注意：实验动物禁止食用。

（吉林大学白求恩医学院　李扬）